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L'hydrogène moléculaire dans l'eau de mer favorise la croissance de diverses bactéries marines
Nature Microbiology volume 8, pages 581–595 (2023)Citer cet article
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L'hydrogène moléculaire (H2) est une source d'énergie abondante et facilement accessible dans les systèmes marins, mais on ignore si les communautés microbiennes marines consomment ce gaz. Ici, nous utilisons une suite d'approches pour montrer que les bactéries marines consomment du H2 pour soutenir leur croissance. Les gènes des hydrogénases d'absorption de H2 sont répandus dans les métagénomes océaniques mondiaux, fortement exprimés dans les métatranscriptomes et présents dans huit embranchements bactériens. La capacité d'oxydation de H2 augmente avec la profondeur et diminue avec la concentration en oxygène, suggérant que H2 est important dans les environnements à faible production primaire. Les mesures biogéochimiques des eaux tropicales, tempérées et subantarctiques et les cultures axéniques montrent que les microbes marins consomment du H2 fourni à des concentrations pertinentes pour l'environnement, produisant suffisamment de puissance spécifique aux cellules pour soutenir la croissance des bactéries à faibles besoins énergétiques. À l'inverse, nos résultats indiquent que l'oxydation du monoxyde de carbone (CO) soutient principalement la survie. Au total, H2 est une source d'énergie notable pour les bactéries marines et peut influencer l'écologie océanique et la biogéochimie.
Au cours de la dernière décennie, les gaz traces sont devenus des sources d'énergie majeures soutenant la croissance et la survie des bactéries aérobies dans les écosystèmes terrestres. Deux gaz traces, l'hydrogène moléculaire (H2) et le monoxyde de carbone (CO), sont des substrats particulièrement fiables compte tenu de leur ubiquité, de leur diffusibilité et de leur rendement énergétique1. Les bactéries oxydent ces gaz, y compris en dessous des concentrations atmosphériques, en utilisant des [NiFe]-hydrogénases des groupes 1 et 2 et des monoxyde de carbone déshydrogénases de forme I liées aux chaînes respiratoires aérobies2,3,4,5,6. L'oxydation des traces de gaz permet à diverses bactéries organohétérotrophes de survivre à la famine à long terme de leurs substrats de croissance organiques préférés7,8. De plus, divers micro-organismes peuvent se développer de manière mixotrophe en co-oxydant les traces de gaz avec d'autres sources d'énergie organiques ou inorganiques7,9,10. Jusqu'à présent, il a été démontré expérimentalement que des bactéries de huit phylums différents consomment du H2 et du CO à des niveaux ambiants1, de nombreuses autres bactéries codant pour les déterminants de ce processus6,11. À l'échelle de l'écosystème, la plupart des bactéries des écosystèmes du sol hébergent des gènes pour l'oxydation des gaz traces et les taux d'oxydation des gaz traces spécifiques aux cellules sont théoriquement suffisants pour maintenir leur survie12,13. Cependant, étant donné que la plupart de ces études se sont concentrées sur des environnements de sol ou des isolats, la signification plus large de l'oxydation des gaz traces reste largement inexplorée.
Les gaz traces peuvent être des sources d'énergie importantes pour les bactéries océaniques puisqu'ils sont généralement disponibles à des concentrations élevées par rapport à l'atmosphère, contrairement à la plupart des sols1. Les couches superficielles des océans du monde sont généralement sursaturées en H2 et en CO, généralement de 2 à 5 fois (jusqu'à 15 fois) et de 20 à 200 fois (jusqu'à 2 000 fois) par rapport à l'atmosphère, respectivement14,15,16,17. Par conséquent, les océans contribuent aux émissions atmosphériques nettes de ces gaz18,19. Le CO est principalement produit par oxydation photochimique de la matière organique dissoute20, tandis que le H2 est principalement produit par la fixation de l'azote par les cyanobactéries21. Des concentrations élevées de H2 sont également produites lors de la fermentation dans les sédiments hypoxiques, et ces concentrations élevées peuvent se diffuser dans la colonne d'eau sus-jacente, en particulier dans les eaux côtières22. Pour des raisons non résolues, les distributions de ces gaz varient avec la latitude et présentent des tendances opposées : alors que le CO dissous est fortement sursaturé dans les eaux polaires, le H2 est souvent sous-saturé23,24,25,26,27,28. Ces variations reflètent probablement des différences dans les taux relatifs de production et de consommation de gaz traces dans différents climats.
Les communautés microbiennes océaniques sont connues depuis longtemps pour consommer du CO, bien que leur capacité à utiliser le H2 n'ait pas été systématiquement évaluée29. Environ un quart des cellules bactériennes dans les eaux de surface océaniques codent pour les CO déshydrogénases dans les eaux de surface et celles-ci couvrent un large éventail de taxons, y compris la famille mondialement abondante des Rhodobacteraceae (anciennement connue sous le nom de clade marin Roseobacter)6,30,31,32,33. S'appuyant sur les observations faites pour les communautés du sol, l'oxydation du CO améliore potentiellement la survie à long terme des bactéries marines pendant les périodes de carence en carbone organique6 ; systématiquement, les études basées sur la culture indiquent que le CO n'influence pas la croissance des isolats marins, mais la production des enzymes responsables est fortement régulée positivement pendant la famine34,35,36,37. Bien que l'oxydation aérobie et anaérobie de H2 ait été largement décrite dans les communautés d'évents benthiques et hydrothermaux38,39,40,41,42, jusqu'à présent aucune étude n'a montré si les communautés bactériennes pélagiques peuvent utiliser ce gaz. Plusieurs études ont détecté des hydrogénases oxydant H2 potentielles dans des échantillons d'eau de mer et des isolats6,11,40,43. Bien que les cyanobactéries soient bien connues pour oxyder H2, y compris les isolats marins tels que Trichodesmium, on pense que ce processus se limite au recyclage endogène de H2 produit par la réaction de nitrogénase44,45.
Dans cette étude, nous avons abordé ces lacunes dans les connaissances en étudiant les processus, la distribution, les médiateurs et les rôles potentiels de l'oxydation du H2 et du CO par les bactéries marines. Pour ce faire, nous avons réalisé un profilage métagénomique et biogéochimique côte à côte de 14 échantillons prélevés sur un transect océanique tempéré, un transect côtier tempéré et une île tropicale, en plus d'analyser les métagénomes et métatranscriptomes globaux de Tara Oceans46. Nous avons également testé la capacité de trois isolats bactériens marins axéniques à consommer en aérobie H2 atmosphérique. Au total, nous fournissons des preuves définitives à l'échelle de l'écosystème et basées sur la culture que le H2 est une source d'énergie clé négligée qui soutient la croissance des bactéries marines.
Nous avons mesuré les concentrations in situ et les taux d'oxydation ex situ de H2 et CO dans 14 échantillons d'eau de mer de surface. Les échantillons ont été prélevés à trois endroits (Fig. 1 supplémentaire): un transect océanique couvrant les eaux frontales néritiques, subtropicales et subantarctiques (transect de Munida au large de la côte néo-zélandaise; n = 8; Fig. 2 supplémentaire); une baie urbaine tempérée (Port Phillip Bay, Australie ; n = 4) ; et une caye corallienne tropicale (Heron Island, Australie ; n = 2). Conformément aux tendances mondiales à ces latitudes, les deux gaz étaient sursaturés par rapport à l'atmosphère dans tous les échantillons. H2 était sursaturé de 5,4, 4,8 et 12,4 fois respectivement dans le transect océanique (2,0 ± 1,2 nM), la baie tempérée (1,8 ± 0,26 nM) et l'île tropicale (4,6 ± 0,3 nM). Le CO était modérément sursaturé dans le transect océanique (5,2 fois ; 0,36 nM ± 0,07 nM), mais fortement sursaturé à la fois dans la baie tempérée (123 fois ; 8,5 ± 1,7 nM) et sur l'île tropicale (118 fois ; 8,2 ± 0,93 nM).
L'oxydation microbienne des gaz traces a été détectée dans tous les échantillons collectés sauf un au cours des incubations ex situ (Fig. 1). Pour la baie tempérée, H2 et CO ont été consommés dans les échantillons d'eau prélevés sur le rivage, la zone intermédiaire et le centre de la baie (Fig. 1a). Sur la base des concentrations de gaz in situ, les taux d'oxydation en masse du CO étaient 18 fois plus rapides que ceux de H2 (P <0,0001) (tableau supplémentaire 1). Les taux d'oxydation en vrac ne différaient pas significativement entre la microcouche de surface (c'est-à-dire l'interface de 1 mm entre l'atmosphère et l'océan) et les eaux sous-jacentes. L'oxydation de H2 et de CO était également évidente dans la microcouche de surface et les échantillons d'eau de mer sous-jacente prélevés sur l'île tropicale (Fig. 3 supplémentaire). De même, nous avons observé une consommation rapide de CO et une consommation plus lente de H2 sur le transect océanique à plusieurs fronts de Munida, bien que, de manière inattendue, ces activités s'excluent mutuellement. L'oxydation nette du CO s'est produite dans toutes les eaux côtières et subtropicales, mais était négligeable dans les eaux subantarctiques. À l'inverse, l'oxydation nette de H2 ne s'est produite que dans les eaux subantarctiques (Fig. 1b). Ces taux d'oxydation divergents dans les masses d'eau avec des conditions physico-chimiques contrastées peuvent aider à expliquer les concentrations contrastées de H2 et de CO dans l'eau de mer mondiale23,24,25,26,27,28, bien qu'un échantillonnage plus large et des essais in situ soient nécessaires pour le confirmer. Il convient de noter que ces mesures sous-estiment probablement les taux et surestiment les seuils d'oxydation de H2 car il y aura toujours une production endogène sous-jacente de H2, principalement par la fixation d'azote, pendant les incubations. Néanmoins, ils fournissent le premier rapport empirique sur l'oxydation de H2 dans les colonnes d'eau marine.
a,b, Les résultats sont présentés pour quatre échantillons dans un transect à Port Phillip Bay, Victoria, Australie (a) et huit échantillons dans le transect Munida au large de la côte d'Otago, Nouvelle-Zélande (b). Chaque flacon de sérum scellé de 120 ml contenait 60 ml d'échantillons d'eau de mer native incubés dans un espace de tête à air ambiant de 60 ml additionné d'environ 2,5 ppmv de H2 ou de CO. À chaque instant, le rapport de mélange de chaque gaz dans l'espace de tête de chaque flacon a été mesuré sur un chromatographe en phase gazeuse et converti en concentrations de gaz dissous (nM). Les données sont présentées sous forme de moyenne ± sem de trois échantillons biologiquement indépendants.
Données source
Pour mieux comprendre la base de ces activités, nous avons séquencé les métagénomes des 14 échantillons (tableaux supplémentaires 2 et 3) et utilisé des recherches basées sur l'homologie pour déterminer l'abondance de 50 gènes marqueurs métaboliques dans les lectures métagénomiques (tableau supplémentaire 3) et les assemblages (tableau supplémentaire 4). Comme pour d'autres communautés d'eau de mer de surface47, l'analyse de la composition de la communauté (Fig. 4 supplémentaire) et des gènes métaboliques (Fig. 2) suggère que la plupart des bactéries présentes sont capables de respiration aérobie, d'organohétérotrophie et de phototrophie via des rhodopsines à conversion d'énergie. La capacité d'oxydation aérobie du CO était modérée : environ 12 % des cellules bactériennes et archéennes codaient pour le gène coxL (codant pour la sous-unité catalytique de la forme I CO déshydrogénase), bien que l'abondance relative ait diminué d'une moyenne de 25 % dans la baie tempérée où l'oxydation du CO était très active à 5,1 % dans les eaux subantarctiques (Fig. 2) où l'oxydation du CO était négligeable (Fig. 1). Diverses hydrogénases ont également été codées par la communauté, y compris des sous-groupes connus pour soutenir la respiration hydrogénotrophe, la fixation du carbone hydrogénotrophe, la fermentation hydrogénogène et la détection de H2 (tableau supplémentaire 3). Les hydrogénases [NiFe] des groupes 1d, 1l et 2a (ici les hydrogénases aérobies d'absorption de H2), qui permettent aux cellules d'introduire des électrons de H2 dans la chaîne respiratoire aérobie4,9,48,49, étaient de loin les plus abondantes parmi les enzymes oxydant H2 (Fig. 2). Encodé par 1,0% de bactéries marines en moyenne, l'abondance de ces sous-groupes d'hydrogénases était la plus élevée dans les échantillons d'îles tropicales (moyenne de 3,5%) et a diminué à 0,11% dans les échantillons néritiques et subtropicaux du transect océanique (Fig. 2), en ligne avec les taux d'oxydation H2 contrastés entre ces échantillons (Fig. 1 et Fig. 3 supplémentaire). Les sous-groupes d'hydrogénases dominants variaient entre les échantillons, à savoir le groupe 1d dans les échantillons d'îles tropicales, le groupe 2a dans les échantillons de rivage tempéré et de microcouche et le groupe 1l dans les échantillons subantarctiques (Fig. 2). L'abondance relative des bactéries oxydantes H2 et CO a fortement prédit les taux d'oxydation de chaque gaz (R2 de 0, 55 et 0, 88; valeurs P de 0, 0059 et <0, 0001, respectivement) (Fig. 5 supplémentaire), bien qu'il soit probable que la répression de l'expression génique contribue aux activités négligeables de certains échantillons.
L'abondance des gènes marqueurs métaboliques est indiquée sur la base des lectures courtes métagénomiques dans l'eau de mer échantillonnée sur les trois sites d'étude (à gauche ; n = 14), des lectures courtes métagénomiques de l'ensemble de données Tara Oceans (au milieu ; n = 213 ; répétitions en moyenne) et des lectures courtes métatranscriptomiques de l'ensemble de données Tara Oceans (à droite ; n = 89 ; répétitions en moyenne). Des recherches basées sur l'homologie ont été utilisées pour calculer l'abondance relative des gènes marqueurs en tant que copies moyennes de gènes par organisme pour les métagénomes (abondance par rapport à un ensemble de gènes marqueurs universels à copie unique ; équivalente à la proportion estimée de la communauté codant pour un gène donné en une seule copie) et RPKM pour les métatranscriptomes. Lorsque plusieurs gènes marqueurs sont répertoriés, les valeurs sont additionnées. Les panneaux inférieurs montrent les sous-groupes d'hydrogénases présents dans chaque échantillon. SUR, surface ; DCM, maximum de chlorophylle profonde; MES, couches océaniques mésopélagiques.
Données source
Pour tester si ces observations étaient globalement représentatives, nous avons déterminé la distribution et l'expression des gènes d'oxydation de H2 et de CO dans l'ensemble de données Tara Oceans47,50. Comme pour nos métagénomes, les hydrogénases aérobies à absorption de H2 étaient codées par une moyenne de 0,8 % de bactéries et d'archées sur les 213 métagénomes de Tara Oceans, tandis que les déshydrogénases de forme I CO étaient codées par 10,4 %. Ces gènes ont été observés dans des échantillons couvrant les quatre océans, ainsi que la mer Rouge et la mer Méditerranée (Fig. 2). Malgré leur abondance relativement faible sur la base des métagénomes, les transcrits d'hydrogénase étaient très nombreux dans les métatranscriptomes, avec des niveaux comparables aux transcrits de nitrogénase (nifH) (Fig. 2 et tableau supplémentaire 3). Les rapports d'expression (rapports moyens ARN: ADN) des hydrogénases aérobies d'absorption de H2 étaient élevés, c'est-à-dire 2, 2, 1, 1 et 12, 9 pour les groupes 1d, 1l et 2a [NiFe] -hydrogénases, respectivement (tableau supplémentaire 3); Parmi les gènes marqueurs étudiés, seuls les déterminants de la phototrophie (psaA, psbA, rhodopsines à conversion d'énergie), de la nitrification (amoA, nxrA) et de la fixation du CO2 (rbcL) étaient exprimés à des ratios plus élevés que les hydrogénases du groupe 2a [NiFe]. En revanche, les niveaux d'expression étaient relativement faibles pour la CO déshydrogénase (0, 9), ainsi que pour les hydrogénases responsables de la fixation du carbone hydrogénotrophique, de la fermentation hydrogénogène et de la détection de H2 (moyenne ARN / ADN <1 dans tous les cas) (tableau supplémentaire 3). Associées aux mesures biogéochimiques (Fig. 1), ces découvertes suggèrent que les bactéries oxydant H2 peuvent être très actives dans l'eau de mer malgré leur abondance relativement faible.
Nous avons ensuite déterminé la distribution des gènes marqueurs métaboliques dans 110 génomes assemblés par métagénome (MAG) construits à partir de l'ensemble de données local et 1 888 MAG précédemment rapportés (Fig. 3a et Fig. 6 supplémentaire) à partir de l'ensemble de données Tara Oceans (Fig. 3a). Les trois lignées d'hydrogénases aérobies à absorption de H2 étaient phylogénétiquement répandues, codées par 75 (4, 0%) des MAG bactériens, couvrant 9 phyla et 26 ordres, tandis que les CO déshydrogénases avaient une distribution un peu plus étroite, c'est-à-dire 70 (3, 5%) MAG, 6 phyla et 14 ordres (tableau supplémentaire 5). Les hydrogénases aérobies à absorption de H2 et les déshydrogénases de CO étaient toutes deux codées par les MAG au sein des Proteobacteria, Bacteroidota, Actinobacteriota, Chloroflexota, Myxococcota et du phylum candidat SAR324, et des hydrogénases étaient également présentes dans les MAG des Cyanobacteria, Planctomycetota et Eremiobacterota (Fig. 3a). Les arbres phylogénétiques décrivent l'histoire évolutive et les distributions taxonomiques des sous-unités catalytiques des groupes oxydants H2 [NiFe] -hydrogénases 1 et 2 (Fig. 3b et Supplémentaire Fig. 7), des groupes bidirectionnels 3 et 4 [NiFe] -hydrogénases ( Supplémentaire Fig. 8) et CO déshydrogénase (Fig. 9 supplémentaire).
a, Diagramme à bulles montrant le potentiel métabolique des génomes assemblés par métagénome construits à partir des trois sites d'étude (110 MAG) et précédemment rapportés pour l'ensemble de données Tara Oceans (1 877 MAG). Les MAG sont résumés au niveau du phylum, la taille du cercle correspondant au nombre de génomes dans ce phylum avec un gène donné, et la couleur reflétant le pourcentage de complétude du génome. Les gènes marqueurs qui n'ont été détectés dans aucun MAG sont omis. b, Arbre phylogénétique à maximum de vraisemblance de la sous-unité catalytique des groupes 1 et 2 [NiFe]-hydrogénases. Les séquences d'hydrogénase extraites des nouveaux MAG (colorés en vert) et Tara MAG (colorés en bleu) sont présentées à côté de séquences de référence représentatives (colorées en jaune), y compris les trois bactéries marines cultivées (noms en rouge). L'histoire évolutive a été déduite à l'aide du modèle basé sur la matrice JTT, l'arbre a été amorcé à l'aide de 50 répétitions et l'arbre est enraciné à l'aide de la séquence d'hydrogénase du groupe externe 4a [NiFe]. L'arbre comprend des sous-groupes d'hydrogénases impliqués dans la respiration aérobie (groupes 1d, 1f, 1l, 2a), la respiration anaérobie (groupes 1a, 1b, 1c, 1e) et la détection de H2 (groupes 2b et 2c).
Données source
En intégrant les informations génomiques à la littérature plus large, il est probable que l'oxydation du H2 et du CO supporte une myriade de modes de vie dans les écosystèmes marins. Le groupe 1d [NiFe] -hydrogénase était généralement co-codé avec la ribulose 1,5-bisphosphate carboxylase / oxygénase (RuBisCO) et le groupe sensoriel 2b [NiFe] -hydrogénase dans les MAG de plusieurs Rhodobacteraceae, Alteromonadaceae et autres Proteobacteria (Fig. 3b et tableau supplémentaire 5); cela suggère que cette enzyme favorise la croissance hydrogénotrophe dans les eaux enrichies en H2, conformément aux rôles précédemment décrits de ces hydrogénases dans les études basées sur la culture11,38,51. L'hydrogénase du groupe 1l [NiFe], récemment démontrée comme supportant la persistance d'un isolat de Bacteroidota provenant de sols salins de l'Antarctique4, a été codée par des organohétérotrophes prédits de Bacteroidota, SAR324 et, sur la base d'isolats cultivés, de Proteobacteria (Fig. 3b et Tableau supplémentaire 5). Les [NiFe]-hydrogénases du groupe 2a, connues pour soutenir la croissance mixotrophique de diverses bactéries9, étaient plus diversifiées sur le plan phylogénétique et répandues sur le plan taxonomique ; ils ont été distribués dans les MAG des chimioorganohétérotrophes prédits (Bacteroidota, Myxococcota, Proteobacteria) et des photolithoautotrophes (Cyanobacteria) (Fig. 3b et Tableau supplémentaire 5). Les CO déshydrogénases étaient principalement affiliées aux Rhodobacteraceae et étaient également codées par plusieurs MAG des classes Nanopelagicales S36-B12, Puniceispirillaceae, SAR324 NAC60-12 et Ilumatobacteraceae (Fig. 9 supplémentaire). Parmi les MAG codant pour coxL, 63 % ont également codé les gènes des rhodopsines à conversion d'énergie ou du photosystème II, ce qui indique qu'ils peuvent récolter de l'énergie simultanément ou alternativement à partir du CO et de la lumière, à l'appui des découvertes antérieures basées sur la culture37. Alors que la plupart de ces MAG devraient être des hétérotrophes obligatoires, 7% codent également RuBisCO et sont donc théoriquement capables de croissance carboxydotrophique (tableau supplémentaire 5). Ces résultats corroborent les conclusions précédentes selon lesquelles les généralistes de l'habitat dans les eaux marines bénéficient de la flexibilité métabolique, y compris la consommation de CO dissous comme source d'énergie supplémentaire31,52.
Nous avons utilisé deux calculs de modélisation thermodynamique pour estimer dans quelle mesure les taux mesurés d'oxydation de H2 et de CO soutiennent la croissance ou la survie cellulaire. Premièrement, en supposant une énergie de maintenance médiane de 1,9 × 10−15 Watts (W) par cellule basée sur des mesures d'isolats principalement copiotrophes53, les taux d'oxydation mesurés soutiendraient théoriquement une moyenne de 2,0 × 107 cellules oxydant H2 (plage de 1,4 × 106 à 8,3 × 107) et 6,1 × 107 cellules oxydant CO (plage de 2,1 × 106 à 1,5 × 108) par litre à des concentrations de gaz dissous in situ (tableau supplémentaire 1). Deuxièmement, nous avons calculé la quantité d'énergie (c'est-à-dire W par cellule) générée sur la base des taux observés d'oxydation des gaz traces (Fig. 1 et tableau supplémentaire 1) et du nombre prévu d'oxydants de gaz traces (Fig. 2 et tableau supplémentaire 1) dans les eaux échantillonnées, cette analyse étant limitée aux échantillons où une oxydation a été observée et des comptages cellulaires fiables sont disponibles. En moyenne, l'oxydation des concentrations mesurées in situ de CO et de H2 donne 7,2 × 10−16 W et 5,8 × 10−14 W par cellule (Fig. 4). Ensemble, ces analyses suggèrent que les taux d'oxydation du CO sont suffisants pour soutenir la survie, mais pas la croissance, des nombreuses bactéries censées être capables d'utiliser ce gaz ; cela corrobore les conclusions précédentes selon lesquelles la CO déshydrogénase favorise principalement la persistance chez les bactéries organohétérotrophes6.
a,b, Les résultats montrent les taux d'oxydation en vrac (à gauche) et les rendements énergétiques par cellule (à droite) pour l'oxydation du CO (a) (n = 10 (taux) et n = 7 (puissance) échantillons biologiquement indépendants) et l'oxydation H2 (b) (n = 7 (taux) et n = 4 (puissance) échantillons biologiquement indépendants). Cette analyse n'a été effectuée que pour les échantillons où l'oxydation des gaz traces était mesurable et la puissance spécifique aux cellules n'a été calculée que pour les échantillons où le nombre de cellules procaryotes est disponible. Les débits et la puissance sont indiqués sur la base des concentrations de CO et de H2 à une gamme de concentrations pertinentes pour l'environnement. Les valeurs centrales indiquent les médianes, les cases indiquent les quartiles supérieur et inférieur et les moustaches indiquent les valeurs maximales (quartile supérieur plus 1,5 fois l'intervalle interquartile) et minimales (quartile inférieur moins 1,5 fois l'intervalle interquartile).
Données source
En revanche, les oxydants H2 marins gagnent en puissance en oxydant un substrat relativement exclusif à des taux rapides spécifiques aux cellules, probablement suffisants pour soutenir la croissance. La puissance spécifique aux cellules générée pour l'échantillon avec les oxydants H2 les plus actifs (5,4 × 10−13 W ; de la première station subantarctique) se situe dans la plage rapportée pour les taux métaboliques cellulaires des isolats bactériens pendant la croissance (médiane : 2,6 × 10−14 W ; plage : 2,8 × 10−17 à 2,1 × 10−11 W), et est supérieure à celle des isolats marins copiotrophes Vibrio sp. DW1 (3,2 × 10−14 W) et V. anguillarum (1,8 × 10−13 W)53. Bien que l'estimation de la puissance spécifique à la cellule à partir des données communautaires soit moins précise que les estimations dérivées de la culture axénique, ces calculs de puissance par cellule sont probablement sous-estimés, étant donné qu'ils ne tiennent compte d'aucun cycle interne des gaz traces, supposent que toutes les cellules sont également actives et ne considèrent pas l'ADN relique. Il convient également de noter que la puissance acquise par cellule augmentera considérablement lorsque H2 et CO deviennent transitoirement très élevés dans l'espace et dans le temps, comme illustré à la Fig. 4. En combinaison avec les inférences génomiques selon lesquelles plusieurs MAG codent pour des hydrogénases connues pour soutenir la croissance lithoautotrophe et litohétérotrophe (Fig. 3), une telle modélisation thermodynamique suggère fortement qu'une petite proportion de bactéries dans les océans peut se développer en utilisant H2 comme donneur d'électrons pour la respiration aérobie et, dans certains cas, la fixation du CO2. En s'appuyant principalement sur l'énergie dérivée de l'oxydation de H2, les bactéries marines pourraient potentiellement allouer la majeure partie du carbone organique à la biosynthèse plutôt qu'à la respiration, c'est-à-dire adopter un mode de vie principalement lithohétérotrophe.
Pour mieux comprendre les médiateurs et les rôles de l'oxydation marine de H2, nous avons étudié l'absorption de H2 par trois isolats marins hétérotrophes codant pour des hydrogénases d'absorption étroitement liées à celles des MAG (Fig. 3). Deux souches, Robiginitalea biformata DSM-15991 (Flavobacteriaceae)54 et Marinovum algicola FF3 (Rhodobacteraceae)55, n'ont pas consommé de manière substantielle de H2 sur une période de 3 semaines dans une gamme de conditions malgré le codage des hydrogénases du groupe 1l [NiFe]. On ne sait pas si les hydrogénases sont devenues non fonctionnelles dans ces isolats adaptés au laboratoire à croissance rapide ou si elles ne sont actives que dans des conditions très spécifiques. Sphingopyxis alaskensis RB2256 (Sphingomonadaceae) 56,57, qui code pour une hydrogénase du groupe 2a [NiFe] portée par un plasmide, a consommé de l'H2 en aérobiose dans un processus cinétique de premier ordre jusqu'à des niveaux sous-atmosphériques (Fig. 5). Abondant dans les eaux polaires oligotrophes, S. alaskensis nécessite des ressources minimales pour se répliquer car il forme des cellules extrêmement petites (<0,1 µm3) et possède un génome simplifié57,58,59,60. Auparavant considérée comme un organohétérotrophe obligatoire61, la découverte que cette bactérie oligotrophe exceptionnellement petite (ultramicrobactérie)62 utilise un gaz réduit abondant comme source d'énergie rationalise davantage son succès écologique. Il s'agit vraisemblablement du premier rapport d'oxydation atmosphérique de H2 par une bactérie marine.
a, Courbe de croissance de S. alaskensis cultivé sur Difco 2216 Marine Broth. Les cultures ont été testées pour la consommation de gaz et collectées pour RT – qPCR en phase exponentielle (17 h, OD600 = 0, 66) et en phase stationnaire (168 h, 4 j après ODmax). Les données sont présentées sous forme de moyenne ± écart-type, n = 3 échantillons biologiquement indépendants. b, nombre de transcrits du gène de la grande sous-unité du groupe 2a [NiFe]-hydrogénase (hucL; locus Sala_3198) tel que mesuré par RT – qPCR dans des cultures en phase exponentielle et stationnaire de S. alaskensis. Moyenne ± écart-type de trois répétitions biologiques (moyenne à partir de deux doublons techniques) par condition. La comparaison est statistiquement significative sur la base d'un test t bilatéral non apparié (** P = 0,0062). c, oxydation de H2 par des cultures en phase exponentielle et stationnaire de S. alaskensis. Moyenne ± écart-type de trois répétitions biologiques, avec des flacons de milieu uniquement surveillés comme témoins négatifs. La ligne pointillée montre la concentration atmosphérique d'hydrogène (0,53 ppmv).
Données source
Nous avons ensuite déterminé si S. alaskensis utilise l'oxydation de H2 principalement pour soutenir la croissance ou la survie mixotrophe. L'expression de son gène de la grande sous-unité de l'hydrogénase (hucL) a été quantifiée par PCR quantitative de transcription inverse (RT – qPCR). Dans des conditions ambiantes, ce gène était exprimé à des niveaux significativement plus élevés ( P = 0, 006) pendant la croissance aérobie sur des sources de carbone organique (phase mi-exponentielle; moy. 2, 9 × 107 copies par gdw) que pendant la survie (4 jours en phase stationnaire; moy. 1, 5 × 106 copies par gdw; P = 0, 006) (Fig. 5a, b). Ce modèle d'expression est similaire à celui d'autres organismes possédant un groupe 2a [NiFe]-hydrogénase9 et est antithétique à celui des groupes 1h et 1l [NiFe]-hydrogénases qui sont généralement induites par la famine1. L'activité de l'hydrogénase a été surveillée dans les deux mêmes conditions en surveillant l'appauvrissement des rapports de mélange H2 de l'espace de tête au cours du temps par chromatographie en phase gazeuse. H2 a été rapidement oxydé par des cultures en croissance exponentielle à des concentrations sous-atmosphériques en l'espace de 30 h, alors qu'une consommation négligeable s'est produite dans les cultures en phase stationnaire (Fig. 5c). Ensemble, ces résultats suggèrent que S. alaskensis peut se développer de manière mixotrophe dans les eaux marines en consommant simultanément du H2 dissous avec des substrats organiques disponibles. Ces résultats correspondent étroitement à ceux observés pour d'autres organismes hébergeant des hydrogénases du groupe 2a [NiFe]9,10 et étayent les conclusions de la modélisation thermodynamique (Fig. 4) selon lesquelles H2 favorise probablement la croissance de certaines bactéries marines.
Enfin, nous avons étudié les corrélats environnementaux de l'abondance et de l'expression des gènes d'oxydation des gaz traces dans les ensembles de données Tara Oceans (Fig. 6 et Tableau supplémentaire 6). L'analyse de corrélation linéaire a confirmé que les gènes codant pour l'hydrogénase d'absorption de H2 aérobie (R2 = 0,22, P <0,0001) et la CO déshydrogénase (R2 = 0,72, P <0,0001) augmentaient tous deux de manière significative avec la profondeur (Fig. 6), comme illustré par leur abondance accrue dans les métagénomes des eaux mésopélagiques (Fig. 2). Cela contraste avec les fortes diminutions des gènes responsables de la phototrophie, tels que les rhodopsines à conversion d'énergie (R2 = 0,59, P < 0,0001), avec la profondeur (Figs. 2 et 6). Cette tendance était constante dans tous les sites des océans Atlantique, Indien, Pacifique et Austral. Ces résultats suggèrent qu'à mesure que la disponibilité de la lumière et donc de l'énergie diminue, il existe un plus grand avantage sélectif pour les bactéries qui utilisent des gaz traces (lithohétérotrophie) plutôt que la photosynthèse (photohétérotrophie).
a–c, Cette analyse est visualisée pour les rhodopsines à conversion d'énergie (a), les CO déshydrogénases (b) et les hydrogénases aérobies à absorption de H2 (c). Les panneaux du haut et du milieu montrent une modélisation forestière aléatoire des variables environnementales qui prédisent le mieux l'abondance des gènes marqueurs dans les métagénomes et les métatranscriptomes, respectivement. L'importance relative (pourcentage d'augmentation de l'erreur quadratique moyenne, %IncMSE, en tant que mesure de la diminution de la précision du modèle) des dix variables les plus importantes pour chaque modèle est indiquée en plus d'une variable aléatoire utilisée pour évaluer l'importance. Le panneau inférieur montre des corrélations linéaires simples entre l'abondance métagénomique de chaque gène et la profondeur de l'eau. Pour chaque gène, les valeurs R2 de Pearson montrent la qualité de l'ajustement et les valeurs P confirment que chaque pente s'écarte significativement de zéro.
Données source
Ces inférences ont été nuancées, après prise en compte des variables co-corrélées (Fig. 10 supplémentaire), par la modélisation de forêt aléatoire (Fig. 6 et Fig. 11 et 12 supplémentaires). La profondeur figurait parmi les trois principaux prédicteurs de l'abondance des groupes 1l et 2a [NiFe] -hydrogénases, CO déshydrogénase et rhodopsines à conversion d'énergie (Fig. 6 et Supplémentaire Fig. 11). La latitude s'est avérée être un puissant prédicteur de l'expression des hydrogénases du groupe 1l [NiFe] et des CO déshydrogénases, ces dernières culminant sous les tropiques (Fig. 6 et Fig. 11 à 13 supplémentaires). Une explication de ce dernier est que dans les eaux tropicales, l'augmentation de la production photochimique et thermochimique de CO améliore la disponibilité du substrat pour les oxydants de CO. Ces observations sont cohérentes avec les taux d'oxydation inverses du CO et de l'H2 observés dans le transect de Munida (Fig. 1), ainsi qu'avec les variations latitudinales précédemment signalées dans les concentrations de ces gaz dans l'eau de mer23,24,25,26,27,28. En revanche, les niveaux d'abondance et d'expression du gène [NiFe]-hydrogénase du groupe 1d étaient les plus élevés dans les eaux hypoxiques (Fig. 6 et Supplémentaire Fig. 14); cela suggère que contrairement à ses homologues de haute affinité insensibles à l'oxygène, cette hydrogénase sera plus transcrite lorsque les niveaux de H2 sont élevés en raison de la fermentation hypoxique (entraînant l'activation de l'hydrogénase sensorielle) et plus active lorsque les niveaux d'O2 sont suffisamment bas pour minimiser l'inhibition du site actif38,51. Collectivement, nos analyses suggèrent qu'il existe des contrôles environnementaux complexes sur l'abondance et les activités des oxydants des gaz traces marins, et que les trois hydrogénases d'absorption de H2 sont écophysiologiquement distinctes.
Grâce à une approche intégrative, nous fournissons vraisemblablement la première démonstration que le H2 est une source d'énergie importante pour les communautés marines. Les analyses de modélisation biogéochimiques, métagénomiques et thermodynamiques suggèrent ensemble que H2 est oxydé par une proportion diverse mais faible de membres de la communauté, mais à des taux suffisamment rapides spécifiques aux cellules pour permettre une croissance lithotrophique. Ces résultats sont étayés par des observations expérimentales selon lesquelles l'ultramicrobactérie S. alaskensis consomme H2 pendant la croissance hétérotrophe. Les bactéries marines capables d'oxyder l'H2 tirent probablement un avantage compétitif majeur de pouvoir consommer ce gaz abondant, diffusible et très énergétique. Les micro-organismes marins oxydant H2 sont distribués à l'échelle mondiale, bien que les mesures d'activité et les profils de distribution des hydrogénases suggèrent des contrôles complexes de leur activité et qu'ils pourraient être particulièrement actifs dans les eaux à faible teneur en chlorophylle. En revanche, nos résultats confirment que l'oxydation du CO est un trait répandu qui améliore la flexibilité et probablement principalement la survie des généralistes de l'habitat30,31, en particulier dans les eaux à haute teneur en chlorophylle. À l'échelle biogéochimique, nos résultats indiquent que les bactéries marines atténuent les émissions atmosphériques de H219 et expliquent potentiellement la sous-saturation de H2 dans les eaux antarctiques28.
Pourtant, une énigme majeure demeure. Le H2 et le CO sont parmi les sources d'énergie les plus fiables dans la mer compte tenu de leurs concentrations relativement élevées et de leurs rendements énergétiques. Alors pourquoi relativement peu de bactéries les exploitent ? En comparaison, les sols sont des puits nets pour ces gaz traces étant donné que les nombreuses bactéries présentes les consomment rapidement12. Nous proposons l'explication simple que l'investissement en ressources nécessaire pour fabriquer les métalloenzymes pour exploiter ces gaz traces peut ne pas toujours être justifié par l'énergie gagnée. Dans l'océan extrêmement limité en fer, les hydrogénases (contenant 12 à 13 atomes de Fe par protomère11) et, dans une moindre mesure, les déshydrogénases de CO (contenant 4 atomes de Fe par protomère63) représentent un investissement majeur. Ce compromis est susceptible d'être le plus prononcé dans l'océan de surface, où l'énergie solaire peut être récoltée en utilisant un minimum de ressources grâce aux rhodopsines qui convertissent l'énergie. Cependant, l'investissement en fer nécessaire pour consommer du H2 et du CO est susceptible d'être justifié dans des eaux à énergie limitée à des profondeurs et dans des régions ou des saisons où la production primaire est faible. Ceci est cohérent avec l'enrichissement observé en hydrogénases et CO déshydrogénases dans les métagénomes des eaux mésopélagiques, ainsi qu'avec l'augmentation de l'oxydation de H2 observée dans les eaux subantarctiques. De plus, la disponibilité du fer est généralement plus élevée dans les eaux circulantes plus profondes et autour des plateaux continentaux (en raison à la fois de la remontée d'eau profonde et des apports terrestres), où une expression et une activité élevées de l'hydrogénase ont été observées64. Ainsi, les océans continuent d'être une source nette de H2 et de CO malgré l'importance de ces sources d'énergie pour diverses bactéries marines.
Pour déterminer la capacité des communautés microbiennes marines à oxyder les gaz traces, un total de 14 échantillons d'eau de surface marine ont été prélevés à trois endroits différents (Fig. 1 supplémentaire). Huit échantillons ont été prélevés à travers le transect de la série chronologique de l'observatoire microbien de Munida (Otago, Nouvelle-Zélande)65 le 23 juillet 2019 par temps calme sur le RV Polaris II. Ce transect marin commence au large de la côte d'Otago, en Nouvelle-Zélande, et s'étend à travers les eaux néritiques, subtropicales et subantarctiques65. Huit stations équidistantes ont été échantillonnées vers l'est, allant d'environ 15 km à 70 km de Taiaroa Head. A chaque station, l'eau a été collectée à 1 m de profondeur à l'aide de bouteilles Niskin et stockée dans deux bouteilles autoclavées de 1 l. Une bouteille était réservée à la filtration et à l'extraction de l'ADN, tandis que l'autre était utilisée pour les expériences d'incubation en microcosme. Le navire a mesuré les changements de salinité et de température pour déterminer les limites de chaque masse d'eau (Fig. 2 supplémentaire).
Quatre échantillons ont également été prélevés dans la baie tempérée de Port Phillip à Carrum Beach (Victoria, Australie) le 20 mars 2019 et deux ont été prélevés dans l'île tropicale Heron (Queensland, Australie) le 9 juillet 2019. Sur les deux sites, des échantillons de microcouche de surface et d'eau de surface près du rivage ont été prélevés dans la zone subtidale (profondeur d'eau d'environ 1 m). Dans la baie de Port Phillip, deux échantillons ont également été prélevés à 7,5 km et 15 km à l'est de l'embouchure de la rivière Patterson, étiquetés respectivement « Intermédiaire » et « Centre ». Dans tous les cas, des échantillons d'eau de surface de 3 l ont été prélevés avec une bouteille Schott stérile à environ 20 cm de profondeur et aliquotés pour l'incubation en microcosme et l'extraction de l'ADN. Des échantillons de microcouches de surface ont été prélevés à l'aide d'un échantillonneur manuel à plaque de verre d'une surface de 1 800 cm266. Un total de 520 à 580 ml a été collecté en 150 à 155 immersions, ce qui a donné une épaisseur moyenne d'échantillonnage de 20 µm. Pour les échantillons de microcouche de surface, 180 ml ont été réservés pour les incubations en microcosme, le volume restant étant utilisé pour l'extraction de l'ADN. De tous les transects, chaque échantillon réservé à l'extraction d'ADN a été filtré sous vide à l'aide de filtres en polycarbonate de 0,22 µm, puis stocké à -80 ° C jusqu'à l'extraction.
Les gaz dissous ont également été échantillonnés in situ à chaque transect pour mesurer les concentrations dissoutes de CO et de H2. Des flacons de sérum (160 ml) ont été remplis d'eau de mer à l'aide d'un tube étanche aux gaz, laissant déborder environ 300 ml. Le flacon a ensuite été scellé avec un bouchon en caoutchouc butyle traité de qualité laboratoire, évitant l'introduction de gaz dans le flacon. Un espace de tête de N2 ultra-pur (20 ml) a été introduit dans le flacon en retirant simultanément 20 ml de liquide à l'aide de deux seringues étanches aux gaz. Les flacons ont ensuite été secoués vigoureusement pendant 2 min avant d'être équilibrés pendant 5 min pour permettre aux gaz dissous de pénétrer dans l'espace de tête. De l'espace de tête, 17 ml ont ensuite été collectés dans une seringue rincée au N2 en renvoyant le liquide retiré dans le flacon, et 2 ml ont été purgés pour rincer le robinet et l'aiguille avant d'injecter les 15 ml restants dans un Exetainer67 fermé en silicone rincé au N2 et évacué pour le stockage. Les Exetainers ont été scellés avec un boulon en acier inoxydable et un joint torique et stockés jusqu'à la mesure. Les concentrations de H2 et de CO dans les Exetainers ont été analysées par chromatographie en phase gazeuse à l'aide d'un détecteur à ionisation d'hélium à décharge pulsée (modèle TGA-6792-W-4U-2, Valco Instruments), comme décrit précédemment68, calibré par rapport à des mélanges gazeux standard de CO et H2 de concentrations connues.
Pour déterminer la capacité de ces communautés microbiennes marines à oxyder le CO et le H2, les échantillons d'eau de mer ont été incubés avec ces gaz dans des conditions de laboratoire et leur concentration dans le temps a été mesurée par chromatographie en phase gazeuse. Pour chaque échantillon, des microcosmes en triple ont été installés dans lesquels l'eau de mer a été transférée dans des flacons de sérum enveloppés d'une feuille d'aluminium (60 ml d'eau de mer dans des flacons de 120 ml pour le transect de Munida et la baie de Port Phillip ; 80 ml d'eau de mer dans des flacons de 160 ml pour l'île Heron) et scellés avec des bouchons en caoutchouc butyle de qualité laboratoire traités67. Pour chaque emplacement d'échantillonnage, un jeu de triplicats a également été passé à l'autoclave et utilisé comme témoin. L'espace de tête d'air ambiant de chaque flacon a été dopé avec du H2 et du CO de sorte qu'ils aient atteint des rapports de mélange d'espace de tête initiaux de 2 ppmv (transect de Munida et baie de Port Phillip) ou de 10 ppmv (île Heron). Les microcosmes ont été agités en continu à 20 ° C sur une table d'agitation à 100 tr / min. Pour les échantillons de Munida et de Port Phillip Bay, des échantillons de 1 ml ont été extraits quotidiennement de l'espace de tête et leur contenu a été mesuré par chromatographie en phase gazeuse comme décrit ci-dessus. Pour les échantillons de Heron Island, à chaque instant, 6 ml de gaz ont été extraits et stockés dans des Exetainers conventionnels rincés à l'UHP-He de 12 ml (2018) ou des Exetainers scellés au silicone de 3 ml pré-évacués67.
Les concentrations de gaz dissous dans l'eau de mer à l'état d'équilibre et à 1 pression atmosphérique ont été calculées selon la relation de Sechenov pour les solutions d'électrolytes mixtes, comme décrit dans la réf. 69:
où kG,0 et kG désignent respectivement la solubilité du gaz (ou la constante de la loi d'Henry en équivalent) dans l'eau et la solution d'électrolyte mixte, hi est une constante spécifique à l'ion dissous i (m3 kmol−1), hG est un paramètre spécifique au gaz (m3 kmol−1) et ci représente la concentration de l'ion dissous i en solution (kmol m−3). La constante spécifique au gaz, hG, à la température T (en K) suit l'équation :
où hG,0 représente la valeur de hG à 298,15 K et hT est un paramètre spécifique au gaz pour l'effet de la température (m3 kmol−1 K−1). Le paramètre de solubilité du gaz kG,0 à la température T suit la combinaison de la loi de Henry et de l'équation de van 't Hoff :
où \(k_{G,0}^\prime\) désigne la constante de la loi de Henry du gaz à 298,15 K, \({\Delta}_{\mathrm{soln}}H\) est l'enthalpie de la solution et R est la constante de la loi des gaz parfaits.
Les concentrations de gaz dissous à l'équilibre avec la phase gazeuse de l'espace de tête à 1 pression atmosphérique et à une température d'incubation de 20 ° C ont été calculées sur la base d'une composition moyenne de l'eau de mer, comme indiqué dans la réf. 70. Les constantes de correction de la salinité hi, hG,0 et hT ont été adoptées à partir de la réf. 69, tandis que les constantes de correction de température \(k_{G,0}^\prime\) et \({\textstyle{{ - {\Delta}_{\mathrm{soln}}H} \over R}}\) ont été obtenues à partir de la réf. 71.
Pour l'analyse cinétique, des points de mesure allant jusqu'à 30 jours de temps d'incubation ont été utilisés. Le modèle de consommation de gaz a été ajusté à la fois avec un modèle exponentiel et un modèle linéaire. Le premier a montré une valeur globale de critère d'information d'Akaike la plus faible pour la consommation de H2 et de CO (tableau supplémentaire 1). Ainsi, les constantes de vitesse de réaction du premier ordre ont été calculées et utilisées pour la modélisation cinétique. De plus, seuls les échantillons ayant au moins deux répétitions avec une constante de vitesse positive ont été considérés comme ayant une consommation de gaz sûre. Les taux d'oxydation des gaz atmosphériques en vrac pour chaque échantillon ont été calculés par rapport au rapport de mélange atmosphérique moyen des gaz traces correspondants (H2 : 0,53 ppmv ; CO : 0,09 ppmv ; CH4 : 1,9 ppmv). Pour estimer le taux d'oxydation des gaz spécifique à la cellule, les valeurs moyennes du comptage cellulaire direct signalées pour les eaux de surface au centre de la baie de Port Phillip72 et les huit stations le long du transect de Munida ont été utilisées65,73. En supposant que toutes les cellules sont viables et actives, les taux d'oxydation des gaz spécifiques aux cellules ont ensuite été déduits en multipliant l'abondance relative estimée des oxydants de gaz à l'état de traces dérivée des lectures courtes métagénomiques (le nombre moyen de copies de gènes, en supposant une copie par organisme ; voir « Annotation métabolique » ci-dessous) par le nombre de cellules pour obtenir le nombre d'oxydants de gaz à l'état de traces.
Pour estimer les contributions énergétiques de l'oxydation du H2 et du CO aux oxydants de gaz traces marins correspondants, nous avons effectué une modélisation thermodynamique pour calculer leurs rendements énergétiques théoriques respectifs en fonction de la cinétique de premier ordre de chaque échantillon estimé ci-dessus. La puissance (énergie de Gibbs par unité de temps par cellule) P suit l'équation :
où v désigne le taux de consommation de substrat par litre d'eau de mer (mol l−1 s−1) et B est le nombre de cellules microbiennes (cellules l−1) effectuant les réactions H2 + 0,5 O2 → H2O (oxydation du dihydrogène) et CO + 0,5 O2 → CO2 (oxydation du monoxyde de carbone). ΔGr représente l'énergie libre de Gibbs de la réaction aux conditions expérimentales (J mol−1) et suit l'équation :
où \({\Delta}G_{\mathrm{r}}^0\) désigne l'énergie libre de Gibbs standard de la réaction, Qr désigne le quotient de réaction, R représente la constante des gaz parfaits et T représente la température en Kelvin. Les valeurs de \({\Delta}G_{\mathrm{r}}^0\) de l'oxydation de l'hydrogène et de l'oxydation du monoxyde de carbone ont été obtenues à partir de la réf. 74. Les valeurs de Qr pour chaque réaction ont été calculées en utilisant :
où ag et ni désignent la concentration dissoute de la ième espèce dans l'eau de mer et le coefficient stoechiométrique de la ième espèce dans la réaction d'intérêt, respectivement. Les énergies libres de Gibbs ont été calculées pour l'oxydation de l'hydrogène et du monoxyde de carbone à pression atmosphérique et à une température d'incubation de 20 °C. Pour contextualiser le rendement énergétique cellulaire de l'oxydation du H2 et du CO par rapport aux besoins énergétiques cellulaires signalés, une liste complète des besoins énergétiques de maintenance (taux endogène) et de croissance (taux actif) de 121 bactéries organohétérotrophes à 20 ° C rapportées dans la réf. 53 a été utilisé comme référence principale. Une énergie de maintenance médiane de 1,9 × 10−15 W par cellule a été dérivée des taux endogènes bactériens obtenus dans les informations complémentaires sd01 de la référence ci-dessus.
L'ADN a été extrait des filtres d'échantillons à l'aide du kit DNeasy PowerSoil (QIAGEN) en suivant les instructions du fabricant. Des bibliothèques d'échantillons, y compris un contrôle à blanc d'extraction, ont été préparées avec le kit de préparation d'échantillons d'ADN Nextera XT (Illumina) et séquencées sur une plateforme Illumina NextSeq500 (2 × 151 pb) au Australian Center for Ecogenomics (Université du Queensland). Une moyenne de 20 122 526 paires de lectures ont été générées par échantillon, avec 827 868 paires de lectures séquencées dans le contrôle négatif (tableau supplémentaire 2). La qualité des données métagénomiques brutes a été contrôlée avec la suite BBTools v38.90 (https://sourceforge.net/projects/bbmap/), en utilisant BBDuk pour supprimer la 151e base, couper les adaptateurs, filtrer les lectures PhiX, couper l'extrémité 3 'à un seuil de qualité de 15 et rejeter les lectures inférieures à 50 pb de longueur. Les lectures détectées dans le blanc d'extraction ont également été supprimées avec BBMap v38.90, laissant un total de 97,7 % des lectures d'échantillons bruts pour une analyse plus approfondie. La taxonomie a été profilée à partir de lectures courtes de haute qualité en assemblant et en classant les gènes d'ARNr 16S et d'ARNr 18S avec PhyloFlash v3.4 (réf. 75). Les lectures courtes ont été assemblées individuellement avec metaSPAdes v3.14.1 (réf. 76) et collectivement (tous les échantillons ensemble, et par emplacement) avec MEGAHIT v1.2.9 (réf. 77). Les profils de couverture pour chaque contig ont été générés en mappant les lectures courtes sur les assemblages avec BBMap v38.90 (réf. 78).
Le binning du génome a été effectué avec MetaBAT2 v2.15.5 (réf. 79), MaxBin 2 v2.2.7 (réf. 80) et CONCOCT v1.1.0 (réf. 81) après avoir défini chaque outil pour ne conserver que les contigs ≥ 2 000 pb de longueur. Pour chaque assemblage, les bins résultants ont été dérépliqués sur les outils de binning avec DAS_Tool v1.1.3 (réf. 82). Tous les bacs ont été affinés avec RefineM v0.1.2 (réf. 83) et consolidés en un ensemble final de génomes assemblés par métagénome (MAG) non redondants à l'identité de nucléotide moyenne par défaut de 99 % à l'aide de dRep v3.2.2 (réf. 84). L'exhaustivité, la contamination et l'hétérogénéité des souches de chaque MAG ont été calculées avec CheckM v1.1.3 (réf. 85), ce qui a donné un total de 21 MAG de haute qualité (> 90 % d'exhaustivité, < 5 % de contamination86) et 89 de qualité moyenne (> 50 % d'exhaustivité, < 10 % de contamination86). La taxonomie a été attribuée à chaque MAG avec GTDB-Tk v1.6.0 (réf. 87) (à l'aide de la version 202 de GTDB)88 et des cadres de lecture ouverts ont été prédits à partir de chaque MAG et en outre sur tous les contigs (regroupés et non regroupés) avec Prodigal v2.6.3 (réf. 89). CoverM v0.6.1 (https://github.com/wwood/CoverM) « génome » a été utilisé pour calculer l'abondance relative de chaque MAG dans chaque échantillon (–min-read-aligned-percent 0,75,–min-read-percent-identity 0,95,–min-covered-fraction 0) et la couverture de lecture moyenne par MAG dans l'ensemble de données (-m mean,–min-covered-fraction 0).
Pour des comparaisons mondiales, les données brutes du métagénome (PRJEB1787) et du métatranscriptome (PRJEB6608) de l'ensemble de données mondial Tara Oceans ont été téléchargées à partir de l'European Nucleotide Archive47,50. De plus, 1 888 MAG bactériennes et archées générées dans la réf. 90 ont été téléchargés (via https://www.genoscope.cns.fr/tara/).
Pour les métagénomes générés dans cette étude et ceux de l'ensemble de données Tara Oceans, des lectures courtes de haute qualité et des protéines prédites à partir d'assemblages et de MAG ont fait l'objet d'une annotation métabolique à l'aide de DIAMOND v2.0.9 (–max-target-seqs 1,–max-hsps 1)91 pour l'alignement sur un ensemble personnalisé de 50 bases de données de protéines marqueurs métaboliques. Les protéines marqueurs (https://doi.org/10.26180/c.5230745) couvrent les principales voies de la respiration aérobie et anaérobie, la conservation de l'énergie des composés organiques et inorganiques, la fixation du carbone, la fixation de l'azote et la phototrophie4. Les occurrences de gènes ont été filtrées comme suit : les alignements ont été filtrés pour ne retenir que ceux d'au moins 40 acides aminés de longueur (métagénomes de 150 pb de l'étude actuelle), 32 acides aminés de longueur (métagénomes et métatranscriptomes de Tara de 100 pb) ou avec au moins 80 % de requête ou 80 % de couverture du sujet (protéines prédites à partir d'assemblages et de MAG). Les alignements ont ensuite été filtrés par un score d'identité en pourcentage minimum par protéine : pour les lectures courtes, il s'agissait de 80 % (PsaA), 75 % (HbsT), 70 % (PsbA, IsoA, AtpA, YgfK et ARO), 60 % (CoxL, MmoA, AmoA, NxrA, RbcL, NuoF, FeFe hydrogénases et NiFe groupe 4 hydrogénases) ou 50 % (toutes autres gènes). Pour les protéines prédites, les mêmes seuils ont été utilisés sauf pour AtpA (60%), PsbA (60%), RdhA (45%), Cyc2 (35%) et RHO (30%).
Pour les lectures courtes, l'abondance des gènes dans la communauté a été estimée en tant que "copies moyennes de gènes par organisme" en divisant l'abondance du gène (en lectures par million de kilobases, RPKM) par l'abondance moyenne de 14 gènes marqueurs ribosomiques universels à copie unique (en RPKM, obtenu à partir du package SingleM v0.13.2, https://github.com/wwood/singlem). Pour les gènes métaboliques à copie unique, cela correspond à la proportion de membres de la communauté qui codent le gène. Une analyse de corrélation linéaire, réalisée dans GraphPad Prism 9, a été utilisée pour déterminer la corrélation entre l'abondance des gènes métagénomiques et les taux d'oxydation ex situ de H2 et de CO. Pour l'ensemble de données Tara Oceans, le rapport ARN: ADN a été calculé en divisant l'abondance des gènes dans le métatranscriptome (en RPKM) par l'abondance des gènes dans le métagénome correspondant (RPKM) pour examiner l'expression des gènes par rapport à l'abondance. Lorsque des métagénomes ou des métatranscriptomes répliqués étaient présents, les valeurs RPKM ont été moyennées par échantillon.
Des arbres phylogénétiques ont été construits pour comprendre la distribution et la diversité des micro-organismes marins capables d'oxydation H2 et CO. Des arbres ont été construits pour les sous-unités catalytiques des groupes 1 et 2 [NiFe]-hydrogénases, des groupes 3 et 4 [NiFe]-hydrogénases et de la forme I CO déshydrogénase (CoxL). Dans tous les cas, les séquences de protéines extraites des MAG par des recherches basées sur l'homologie ont été alignées sur un sous-ensemble de séquences de référence provenant de bases de données de protéines personnalisées6,49 à l'aide de ClustalW dans MEGA11 (réf. 92). En bref, les relations évolutives ont été visualisées en construisant un arbre phylogénétique de maximum de vraisemblance ; plus précisément, les arbres initiaux pour la recherche heuristique ont été obtenus automatiquement en appliquant les algorithmes Neighbour-Join et BioNJ à une matrice de distances par paires estimées à l'aide d'un modèle Jones-Taylor-Thornton (JTT), puis en sélectionnant la topologie avec une valeur de log de vraisemblance supérieure dans MEGA11. Tous les résidus ont été utilisés et les arbres ont été bootstrapés avec 50 répétitions. L'annotation et la visualisation de l'arbre phylogénétique ont été réalisées à l'aide d'iTOL (v6.6).
Des modèles forestiers aléatoires, des corrélations de Pearson et des corrélations de Spearman ont été générés pour l'ensemble de données Tara Oceans afin d'identifier des corrélations significatives entre les métadonnées environnementales de l'échantillon et l'abondance normalisée de monoxyde de carbone déshydrogénase, de rhodopsine et de [NiFe] groupes 1d, 1e, 1l, 2a, 3b et 3d gènes d'hydrogénase (indiqués en copies par organisme pour les métagénomes, log10 (RPKM + 1) pour les métatranscriptomes). Pour tenir compte de la colinéarité, où les variables environnementales étaient fortement corrélées (coefficient de Pearson> | 0, 7 |, Fig. 10 supplémentaire), une a été exclue des modèles forestiers aléatoires pour éviter la division de l'importance des variables entre ces caractéristiques. Ces variables exclues ont été sélectionnées au hasard, sauf si elles étaient fortement corrélées à la profondeur (qui a été conservée). Ensuite, en utilisant des valeurs imputées où les données manquaient (fonction rfImpute()), un modèle de forêt aléatoire a été généré pour chaque gène ci-dessus en utilisant les variables environnementales indiquées dans le tableau supplémentaire 6 comme prédicteurs (importance = TRUE, ntree = 3 000), en utilisant le package R randomForest93. Toutes les combinaisons des gènes ci-dessus et des variables environnementales ont en outre été corrélées avec les corrélations de rang de Pearson et de Spearman, en omettant les valeurs manquantes et en ajustant toutes les valeurs P avec la correction du taux de fausse découverte.
Des cultures axéniques de trois souches bactériennes ont été analysées dans cette étude : Sphingopyxis alaskensis (RB2256)56,57 obtenu de UNSW Sydney, Robiginitalea biformata DSM-15991 (réf. 54) importée de DSMZ et Marinovum algicola FF3 (Rhodobacteraceae)55 importée de DSMZ. Les cultures ont été maintenues dans des flacons de sérum en verre de 120 ml contenant un espace libre d'air ambiant (rapport de mélange H2 ~ 0,5 ppmv) scellés avec des bouchons en caoutchouc butyle traité de qualité laboratoire67. Les cultures en bouillon des trois espèces ont été cultivées dans 30 ml de milieu Difco 2216 Marine Broth et incubées à 30 ° C à une vitesse d'agitation de 150 tr / min dans un incubateur à mélangeur orbital Ratek avec accès aux cycles naturels jour / nuit. La croissance a été surveillée en déterminant la densité optique (OD600) d'extraits de 1 ml échantillonnés périodiquement à l'aide d'un Eppendorf BioSpectrophotometer. La capacité des trois cultures à oxyder H2 a été mesurée par chromatographie en phase gazeuse. Les cultures en triple exemplaire biologique ont été ouvertes, équilibrées à l'air ambiant (1 h) et rescellées. Ces flacons ré-aérés ont ensuite été modifiés avec H2 (via 1 % v/v H2 dans une bouteille de gaz N2, pur à 99,999 %) pour atteindre des concentrations finales dans l'espace de tête d'environ 10 ppmv. Les rapports de mélange de l'espace de tête ont été mesurés immédiatement après la fermeture et à intervalles réguliers par la suite jusqu'à ce que la limite de quantification du chromatographe en phase gazeuse soit atteinte (42 ppbv H2). Cette analyse a été effectuée pour les cultures en phase exponentielle (OD600 0,67 pour S. alaskensis) et en phase stationnaire (~ 72 h après ODmax pour S. alaskensis).
La PCR quantitative de transcription inverse (RT – qPCR) a été utilisée pour déterminer les niveaux d'expression du gène de la grande sous-unité du groupe 2a [NiFe]-hydrogénase (hucL; locus Sala_3198) chez S. alaskensis pendant la croissance et la survie. Pour l'extraction de l'ARN, des cultures en triple de 30 ml de S. alaskensis ont été cultivées de manière synchrone dans des flacons de sérum scellés de 120 ml. Les cultures ont été cultivées en phase exponentielle (OD600 0,67) ou en phase stationnaire (48 h après ODmax ~ 3,2). Les cellules ont ensuite été trempées à l'aide d'une solution saline de glycérol (-20 ° C, 3: 2 v / v), collectées par centrifugation (20 000 × g, 30 min, -9 ° C), remises en suspension dans 1 ml froid 1: 1 glycérol: solution saline (-20 ° C) et encore centrifugées (20 000 × g, 30 min, -9 ° C). En bref, les culots cellulaires résultants ont été remis en suspension dans 1 ml de réactif TRIzol (Thermo Fisher), mélangés avec des billes de zircon de 0, 1 mm (0, 3 g) et soumis à un battage de billes (trois cycles de 30 s allumés / 30 s éteints, 5 000 tr / min) dans un homogénéisateur Precellys 24 (Bertin Technologies) avant centrifugation (12 000 × g, 10 min, 4 ° C). L'ARN total a été extrait à l'aide de la méthode au phénol-chloroforme en suivant les instructions du fabricant (guide d'utilisation du réactif TRIzol, Thermo Fisher) et remis en suspension dans de l'eau traitée au diéthylpyrocarbonate. L'ARN a été traité à l'aide du kit TURBO DNA-free (Thermo Fisher) en suivant les instructions du fabricant. La concentration et la pureté de l'ARN ont été confirmées à l'aide d'un spectrophotomètre NanoDrop ND-1000.
L'ADN complémentaire a été synthétisé à l'aide d'un kit SuperScript III First-Strand Synthesis System pour RT – qPCR (Thermo Fisher) avec des amorces hexamères aléatoires, en suivant les instructions du fabricant. La RT-qPCR a été réalisée dans un système de PCR en temps réel QuantStudio 7 Flex (Applied Biosystems) à l'aide d'un LightCycler 480 SYBR Green I Master Mix (Roche) dans des plaques à 96 puits conformément aux instructions du fabricant. Les amorces ont été conçues à l'aide de Primer3 (réf. 94) pour cibler le gène hucL (HucL_fw : AGCTACACAAACCCTCGACA ; HucL_rvs : AGTCGATCATGAACAGGCCA) et le gène ARNr 16S comme gène de ménage (16S_fwd : AACCCTCATCCCTAGTTGCC ; 16S_rvs : GGTTAGAGCATTGCCTTCGG). Les nombres de copies pour chaque gène ont été interpolés à partir des courbes standard de chaque gène créées à partir des valeurs de cycle seuil (CT) des amplicons qui ont été dilués en série de 108 à 10 copies (R2 > 0,98). Les données d'expression de l'hydrogénase ont ensuite été normalisées au gène domestique en phase exponentielle. Tous les échantillons biologiques en triple, les standards et les contrôles négatifs ont été analysés en double technique. Un test t de Student dans GraphPad Prism 9 a été utilisé pour comparer les niveaux d'expression de hucL entre les phases exponentielle et stationnaire.
De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports sur le portefeuille Nature lié à cet article.
Tous les métagénomes bruts et les génomes assemblés par métagénome sont déposés dans les archives de lecture de séquences NCBI sous le numéro d'accès BioProject PRJNA801081. Les données brutes du métagénome (PRJEB1787) et du métatranscriptome (PRJEB6608) de l'ensemble de données mondial Tara Oceans ont été téléchargées à partir de l'European Nucleotide Archive (https://www.ebi.ac.uk/ena/browser/view/PRJEB402). MAG bactériens et archéens (1 888) générés dans la réf. 90 ont été téléchargées depuis https://www.genoscope.cns.fr/tara/. La base de données de protéines marqueurs métaboliques utilisée dans cette étude, qui comprend des séquences de référence d'hydrogénase et de monoxyde de carbone déshydrogénase, peut être obtenue à partir de https://bridges.monash.edu/collections/_/5230745.
Les scripts d'analyse métagénomique sont accessibles au public sur https://github.com/greeninglab/MarineOxidationManuscript.
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Cette étude a été soutenue par des subventions ARC Discovery Project (DP180101762 et DP210101595 toutes deux attribuées à PLMC et CG ; DP150100244 attribuées à RC), une bourse ARC DECRA (DE170100310 ; salaire pour CG), une bourse NHMRC EL2 (APP1178715 ; salaire pour CG), une bourse de formation à la recherche du gouvernement australien (attribuée à PML), Monash International Tuition Scholarships (attribué à PML et Y.-JC) et Monash Postgraduate Publications Awards (attribué à ZFI et Y.-JC).
Ces auteurs ont contribué à parts égales : Rachael Lappan, Guy Shelley, Zahra F. Islam.
Département de microbiologie, Biomedicine Discovery Institute, Monash University, Melbourne, Victoria, Australie
Rachael Lappan, Zahra F. Islam, Pok Man Leung, Thanavit Jirapanjawat, Gaofeng Ni, Ya-Jou Chen et Chris Greening
École des sciences biologiques, Université Monash, Melbourne, Victoria, Australie
Guy Shelley, Ya-Jou Chen et Chris Greening
Département de microbiologie et d'immunologie, Université d'Otago, Dunedin, Nouvelle-Zélande
Scott Lockwood et Sergio E. Morales
École de chimie, Université Monash, Melbourne, Victoria, Australie
Philipp A. Nauer et Perran LM Cook
Centre to Impact AMR, Université Monash, Melbourne, Victoria, Australie
Thanavit Jirapanjawat et Chris Greening
École de la Terre, de l'atmosphère et de l'environnement, Université Monash, Melbourne, Victoria, Australie
Adam J. Kessler
École de biotechnologie et de sciences biomoléculaires, UNSW Sydney, Sydney, Nouvelle-Galles du Sud, Australie
Timothy J.Williams et Ricardo Cavicchioli
Océanographie fongique et biogéochimique, Département d'écologie fonctionnelle et évolutive, Université de Vienne, Vienne, Autriche
Federico Baltar
SAEF : Sécuriser l'avenir de l'environnement de l'Antarctique, Université Monash, Melbourne, Victoria, Australie
Chris Greening
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CG a conçu et supervisé cette étude. Expériences conçues par CG, GS, SEM, PLMC, RL et ZFI. GS, SL, SEM, PAN, Y.-JC, AJK et PLMC ont contribué au travail de terrain. RL, GS, SL et CG ont contribué à l'analyse du métagénome. CG et GN ont contribué à l'analyse phylogénétique. GS, PML, PAN et CG ont contribué à l'analyse biogéochimique. PML, CG, FB et PMLC ont contribué à la modélisation thermodynamique. ZFI, TJ, GS, TJW, RC et CG ont contribué au travail basé sur la culture. RL et CG ont contribué à l'analyse des facteurs environnementaux. CG, RL et ZFI ont rédigé l'article avec la contribution de tous les auteurs.
Correspondance avec Chris Greening.
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d'intérêt.
Nature Microbiology remercie les relecteurs anonymes pour leur contribution à la relecture par les pairs de ce travail.
Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.
Fig. supplémentaires. 1–14 et légendes des tableaux supplémentaires 1–6.
Classeur Excel contenant les tableaux supplémentaires 1 à 6, dont la plupart comprennent plusieurs onglets. Le numéro de table est désigné dans la première ligne de chaque feuille de calcul, ainsi que dans les noms d'onglet.
Données sources pour la figure 1.
Données sources pour la Fig. 2.
Données sources pour la Fig. 3.
Données sources pour la Fig. 4.
Données sources pour la Fig. 5.
Données sources pour la Fig. 6.
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Réimpressions et autorisations
Lappan, R., Shelley, G., Islam, ZF et al. L'hydrogène moléculaire dans l'eau de mer favorise la croissance de diverses bactéries marines. Nat Microbiol 8, 581–595 (2023). https://doi.org/10.1038/s41564-023-01322-0
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Reçu : 26 août 2022
Accepté : 05 janvier 2023
Publié: 06 février 2023
Date d'émission : avril 2023
DOI : https://doi.org/10.1038/s41564-023-01322-0
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