Les bactéries de câble avec connexion électrique à l'oxygène attirent des troupeaux de bactéries diverses

Nature Communications volume 14, Numéro d'article : 1614 (2023) Citer cet article

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Les bactéries câble sont des bactéries filamenteuses d'un centimètre de long qui conduisent les électrons via des fils internes, couplant ainsi l'oxydation des sulfures dans les sédiments anoxiques plus profonds avec la réduction de l'oxygène dans les sédiments de surface. Cette activité induit des changements géochimiques dans les sédiments, et d'autres groupes bactériens semblent bénéficier de la connexion électrique à l'oxygène. Ici, nous rapportons que diverses bactéries nagent dans un troupeau serré autour de la partie anoxique des bactéries du câble respirant l'oxygène et se dispersent immédiatement lorsque la connexion à l'oxygène est interrompue (en coupant les bactéries du câble avec un laser). La microscopie Raman montre que les bactéries de flocage sont plus oxydées lorsqu'elles sont plus proches des bactéries du câble, mais le contact physique semble être rare et bref, ce qui suggère un transfert potentiel d'électrons via des intermédiaires solubles non identifiés. L'analyse métagénomique indique que la plupart des bactéries de flocage semblent être des aérobies, y compris des organotrophes, des oxydants de sulfure et éventuellement des oxydants de fer, qui pourraient transférer des électrons aux bactéries du câble pour la respiration. L'association et l'interaction étroite avec des partenaires aussi divers pourraient expliquer comment l'oxygène via les bactéries du câble peut affecter les communautés microbiennes et les processus loin dans les environnements anoxiques.

Les bactéries câbles sont de longues bactéries filamenteuses qui peuvent transmettre des électrons sur des distances centimétriques et ainsi coupler l'oxydation du sulfure à la réduction à distance de l'oxygène ou du nitrate1,2. Ils sont présents à l'échelle mondiale dans les sédiments et les aquifères marins et d'eau douce3,4,5 et interfèrent directement avec le cycle du soufre, de l'oxygène, du carbone et de l'azote6. Via les gradients de pH et les champs électriques induits par leur relocalisation des électrons, ils influencent également indirectement le cycle du fer, du calcium, du cobalt et de l'arsenic et tous les flux d'ions dans leurs habitats6,7,8,9. Dans les sédiments d'eau douce, ils peuvent provoquer une stimulation 4,5 fois supérieure de la réduction des sulfates et une réduction drastique des émissions de méthane10,11.

L'activité des bactéries du câble a également été liée à une meilleure assimilation du carbone des oxydants sulfurés autotrophes12 et corrélée à la distribution des bactéries du cycle du fer dans les sédiments marins13. Ces associations apparentes ont conduit à des spéculations selon lesquelles les bactéries présentes dans les sédiments anoxiques pourraient d'une manière ou d'une autre utiliser les bactéries du câble comme conduit d'électrons vers l'oxygène14,15.

Ici, nous utilisons une combinaison d'observations microscopiques, de séquençage métagénome, de microdissection laser et de microscopie Raman pour démontrer la dynamique et l'intimité de cette association, identifier provisoirement les bactéries impliquées et proposer un mécanisme probable de transfert d'électrons entre les troupeaux bactériens associés et les filaments bactériens du câble.

Bactérie câble issue d'un enrichissement de la souche d'eau douce Ca. Electronema aureum GS16 ont été observés dans des conditions semi-naturelles sur une lame de microscope (appelée lame de tranchée), où l'oxygène s'est diffusé depuis le bord de la lamelle, tandis que la matière organique, le sulfure et d'autres nutriments ont été fournis par les sédiments dans un compartiment central (tranchée)17,18. Cette configuration a établi une zone d'observation où les bactéries du câble s'étendaient du sédiment à l'interface oxique-anoxique, qui était clairement délimitée par un voile microaérophile de bactéries aérobies mobiles (Fig. S1). Dans la partie anoxique de la zone, jusqu'à 4 mm de l'interface oxique-anoxique, on a découvert que les cellules bactériennes nageaient dans un troupeau autour des segments de bactéries du câble, dépassant généralement de 2,2: 1 les cellules bactériennes du câble adjacentes (Fig. 1A, Film S1, Tableau S1). Un suivi cellulaire détaillé a montré un comportement chimiotactique vis-à-vis des bactéries du câble : les cellules de flocage étaient concentrées à proximité des filaments de bactéries du câble, avec les densités cellulaires les plus élevées à une distance de 20 µm, mais des densités encore accrues jusqu'à au moins 50 µm (Fig. 1B, Fig. S2). Il n'y avait pas de schéma manifeste de flocage des bactéries touchant les bactéries du câble, mais avec les limites de résolution des microscopes optiques conventionnels et la nature dynamique de l'interaction dissuadant les méthodes à plus haute résolution, nous ne pouvons actuellement pas exclure que le contact puisse se produire ; mais si c'était le cas, c'était rare et bref. La vitesse de nage des bactéries de flocage a été significativement améliorée à une distance de 20 µm (Fig. 1C), indiquant une augmentation de la force motrice des protons19,20,21. La fraction de cellules bactériennes détectables par hybridation in situ par fluorescence (FISH) à moins de 10 µm des bactéries du câble était significativement supérieure à > 10 µm (tableau S2), ce qui suggère qu'elles avaient un nombre de ribosomes plus élevé et donc une activité métabolique plus élevée par rapport aux bactéries sédimentaires en vrac22. Pris ensemble, cela indique des taux métaboliques élevés au sein du troupeau et une stimulation métabolique des bactéries de flocage lorsqu'elles se rapprochent vraiment des bactéries du câble.

A Flocage de bactéries attirées par un filament de bactérie de câble (au centre) (barre d'échelle, 10 µm). B Nombre de bactéries nageant à différentes distances du filament de la bactérie du câble (960 071 comptages de 3211 bactéries floquantes dans 12 images vidéo, distance moyenne de 17,42 µm. Les moyennes des échantillons individuels variaient de 4,96 à 24,58 µm. C Différence de la vitesse moyenne de nage des cellules bactériennes par rapport à leur distance au filament de la bactérie du câble. La zone ombrée en bleu correspond à une distance à moins de 20 µm d'un câble bactérie, vert ombragé à plus de 20 µm. Le test t à deux échantillons de Welch (recto-verso) montre que la vitesse de nage des cellules est significativement différente entre ces deux groupes de distance (indiqué par * ); valeur p = 2,2e−16 (Néchantillons = 11, Ncellules = 2712). des différentes morphologies cellulaires trouvées. Les données sources sont fournies sous forme de fichier Source Data.

Des troupeaux de bactéries nageuses ont été couramment observés dans notre installation, c'est-à-dire sur 17 des 21 bactéries du câble en contact avec l'oxygène ; en revanche, les flocs n'ont jamais été observés sur les bactéries du câble non en contact avec l'oxygène, soutenant une dépendance de la chimiotaxie à un puits d'électrons à haut potentiel dans la bactérie du câble18. Cela a été confirmé de manière frappante par la réponse rapide des troupeaux bactériens lors de la coupe du filament du câble en deux avec un laser (Fig. 2) : le flocage autour de la partie désormais coupée de sa connexion électrique à l'oxygène a cessé en 13 ± 2 s (Tableau S3). Lorsqu'un filament de bactérie de câble a été coupé au milieu d'un troupeau bactérien, la réponse était encore plus évidente. Les bactéries de flocage se sont immédiatement dispersées à partir de la partie du filament qui n'était plus connectée à l'oxygène mais étaient encore observées autour de la partie qui conservait encore sa connexion à l'oxygène (Film S2). Cette réponse instantanée suggère que les bactéries flocantes sont attirées par une condition créée par les bactéries câbles exclusivement lorsqu'elles conduisent les électrons vers l'oxygène, et non, par exemple, les polymères extracellulaires excrétés dans le cadre de leur motilité17.

Une représentation schématique. Une bactérie câble reliée à l'oxygène du côté droit est coupée près de l'interface oxique-anoxique à l'aide d'un microscope à microdissection laser. B Résultat. Traces bactériennes sur la partie suboxique d'une bactérie du câble générées à partir d'une vidéo avant et après une coupure. Les lignes rouges sont des traces de bactéries nageuses, et les lignes et points noirs indiquent la position de la bactérie du câble toutes les 50 images. La bactérie du câble se déplace davantage après la coupe comme si le filament commençait sa chimiotaxie à l'oxygène (barre d'échelle, 10 µm). Les données source sont fournies sous la forme d'un fichier de données source.

Les bactéries interagissant avec les bactéries du câble d'eau douce étaient morphologiquement très diverses. La majorité étaient des cellules en forme de bâtonnet, vibrioïdes ou ovoïdes d'une taille de 1 à 2 µm (axe long), mais quelques types de cellules distinctes plus grandes, y compris des bâtonnets droits, des bâtonnets courbes et des cellules de type spirochète, ont également été enregistrées (Fig. 1D, E, Fig. S3). Pour avoir un aperçu de l'identité probable et de la diversité métabolique des bactéries formant les troupeaux, nous avons assemblé 27 génomes de bonne qualité (Fig. 3, ensembles de données supplémentaires 1 à 3) à partir d'un métagénome préparé en échantillonnant la zone d'observation des bactéries par câble de l'une des lames de microscopie (Fig. S1). Nous avons identifié 25 genres de 6 phylums qui, sur la base de l'annotation du génome et de la comparaison avec leurs parents les plus proches, présentaient quatre traits unificateurs majeurs : la motilité, la chimiotaxie, l'organotrophie et la respiration (avec oxygène/nitrate/nitrite) (Fig. 3). De plus, l'oxydation et l'autotrophie des sulfures étaient courantes, tandis que la réduction du sulfate ou du fer et l'oxydation du fer étaient rares; l'oxydation du méthane n'a jamais été identifiée. Ces données sont cohérentes avec un scénario dans lequel les bactéries de flocage peuvent oxyder les composés organiques, le sulfure et éventuellement le Fe2+ en délivrant des électrons aux bactéries du câble, c'est-à-dire qu'elles respirent via les bactéries du câble. Alors que certains des génomes extraits montrent des gènes pour le transfert d'électrons extracellulaire (EET), et que certains des plus proches parents de ces bactéries présentent également des capacités EET (Fig. 3), il n'y a pas de modèle clair et cohérent pour un mécanisme EET connu.

Les données ont été dérivées de l'annotation des génomes assemblés par métagénome et des recherches dans la littérature. EET, transfert d'électron extracellulaire. Les données sources sont fournies dans les ensembles de données supplémentaires 1 à 3.

Les électrons peuvent être échangés entre les cellules procaryotes par contact direct, par transfert à travers des nanofils protéiques ou des matériaux conducteurs, ou via des navettes électroniques solubles23. Le comportement chimiotactique apparent avec une nage constante et aucun comportement d'arrêt et de toucher, tel qu'observé dans certains transferts d'électrons vers des minéraux24, suggère que le transfert d'électrons interespèces (IET) des bactéries de flocage aux bactéries de câble est médié par des gradients d'intermédiaires solubles. Cela a été étayé par des observations d'états redox de cytochromes cellulaires avec la microscopie Raman18 ; les cellules des bactéries de flocage capturées et déplacées avec une pince laser étaient significativement plus oxydées lorsqu'elles étaient placées à moins de 5 µm de la bactérie du câble et plus réduites à plus de 50 µm (Fig. 4, Fig. S4). Le même changement significatif a été observé avec des cellules introduites dans les lames à partir d'une culture d'Acidovorax facilis DSM649, un représentant cultivé de l'un des membres les plus abondants de la communauté bactérienne associée (Fig. 3 ; 96,03 % d'identité nucléotidique moyenne (ANI) au génome bin GS.4 récupéré dans cette étude) ; l'état redox du cytochrome n'a pas changé dans les cellules témoins déplacées au hasard avec la pince laser (Fig. S5).

Une représentation schématique de l'expérience. Une cellule de flocage est capturée et déplacée juste à côté d'un filament de bactérie de câble, mesurée par microscopie Raman, puis éloignée d'environ 50 à 100 µm et mesurée à nouveau après environ 3 s. B Le changement d'intensité normalisée de la bande de 750 cm-1 pour chaque cellule individuelle lorsqu'elle est déplacée à côté et à l'écart de la bactérie du câble. La bande de 750 cm-1 est indicative de l'état redox du cytochrome, avec des valeurs élevées pour les valeurs réduites et faibles pour les cytochromes oxydés. Les intensités de bande et, par conséquent, les états redox du cytochrome sont significativement différents entre les deux positions (Nnative cells = 5, p-value = 0,015, indiqué par * ; NA.facilis = 8, p-value = 0,0387 indiqué par **, test t bilatéral pour les échantillons dépendants) ; au, unités arbitraires. Les données source sont fournies sous la forme d'un fichier de données source.

Nous estimons que les concentrations de navette dans la gamme nM sont suffisantes pour soutenir la respiration du troupeau bactérien (Note complémentaire 1, Tableau S4). Étant donné que les sédiments aquatiques peuvent contenir des composés navettes à haut potentiel dépassant cette concentration (par exemple, > 1 mg ml−1 d'acides humiques dans les sédiments lacustres25, ou des flavines dans la gamme nM dans les sédiments marins26), les navettes n'ont pas à être produites par des bactéries du câble ou des bactéries associées. De plus, le taux de renouvellement d'un médiateur soluble dans cette plage de concentration serait inférieur à 2 s (note complémentaire 1, tableau S4). Ce renouvellement rapide suggère un épuisement immédiat du médiateur oxydé une fois que les bactéries du câble cessent de réoxyder sa forme réduite et explique ainsi la dispersion rapide du floc bactérien lors de la coupure de la connexion du filament à l'oxygène. Le fait que les bactéries du câble fournissent une puissante navette électronique oxydée semble la seule explication plausible de la prolifération d'autres bactéries associées aux bactéries du câble dans le compartiment des sédiments anoxiques12,13, de la quantité et de la vigueur des cellules mobiles entourant les bactéries du câble (Fig. 1A, Film S1), et leur dispersion rapide après la coupe (Film S2).

Du côté des bactéries du câble, aucune capacité EET connue n'a été identifiée dans les génomes des bactéries du câble27, mais des bactéries du câble intactes ont été connectées avec succès aux électrodes28, ce qui rend probable l'existence d'un conduit d'électrons à membrane externe non décrit, capable de recevoir des électrons d'une navette28.

Les bactéries de câble attirant et s'engageant intimement avec une diversité d'autres bactéries dans les sédiments sont une autre découverte surprenante en ce qui concerne les courants électriques d'abord dérivés d'anomalies géochimiques et attribués plus tard non pas à des minéraux conducteurs ou à des nanofils, mais à des fils vivants sous la forme de bactéries de câble d'un centimètre de long1,29. Maintenant, une série de questions nouvelles et intéressantes pour les recherches futures se pose : Quelle est l'étendue et l'importance de ces interactions in situ ? Quelles molécules spécifiques médient les interactions, et comment et où sont-elles traitées dans les cellules de chaque côté ? Quelle quantité de courant dans une bactérie câble provient des troupeaux bactériens qui l'entourent, et quelle part le troupeau peut-il gagner de l'énergie conservée des processus d'oxydation primaires à la réduction finale de l'oxygène ? L'interaction est-elle bénéfique ou préjudiciable pour la bactérie du câble, et est-elle contrôlée d'une manière ou d'une autre ? Existe-t-il des interactions plus difficiles à observer avec d'autres cellules non mobiles dans l'environnement naturel des sédiments, et quelle est la palette complète des processus microbiens stimulés par le raccourci électrique vers l'oxygène offert par les bactéries du câble ?

Toutes les expériences ont été menées avec une culture d'enrichissement de sédiments d'eau douce de Ca. Electronema aureum GS, contenant une seule espèce bactérienne câble et de nombreuses bactéries de sédiments d'eau douce associées à des bactéries câble et natives16. Cet enrichissement a été établi en traitant thermiquement les sédiments d'étang collectés sur le campus de l'Université d'Aarhus au Danemark et en les inoculant avec un seul filament de bactérie de câble. L'enrichissement en bactérie câble clonale résultant a été conservé et transféré pendant plus de 7 ans dans notre laboratoire.

Des chambres de lames de verre sur mesure17 ont été construites pour la vidéo au microscope, les expériences de manipulation et la microscopie Raman : des dalles de verre ont été collées sur une lame de microscopie, créant une tranchée au milieu, qui a été remplie de sédiments du Ca. Culture d'enrichissement d'Electronema aureum GS et recouverte d'eau du robinet rincée au N2 et d'une lamelle, créant un espace de 60 × 22 mm, dont 40 × 12 mm ont été occupés par la tranchée, avec une séparation entre la lamelle et la lame d'environ 150–200 µm (Fig. S1).

Les lames ont été incubées dans un environnement humide pendant 2 à 24 h, puis examinées sur un microscope AxioObserver (Zeiss, Allemagne) équipé d'une platine motorisée.

La plupart des enregistrements et des observations ont été effectués à un grossissement de 100× avec un éclairage sur fond noir, mais pour les données de suivi et de distribution, des vidéos à fréquence d'images élevée ont été enregistrées à un grossissement de 400× en contraste de phase, avec des images prises à 88 ou 38 ms d'intervalle. Seules des vidéos de qualité et de longueur suffisantes, avec une seule bactérie câble présente et sans particules majeures de sédiments, ont été utilisées pour une analyse ultérieure.

Pour quantifier le mouvement cellulaire (nage) au sein des troupeaux bactériens autour des bactéries du câble, les vidéos enregistrées ont été analysées aux Fidji30. Pour supprimer l'arrière-plan et les objets immobiles, la valeur médiane des pixels pour l'ensemble de la pile d'images a été soustraite, ne laissant que des valeurs aberrantes, c'est-à-dire des objets en mouvement, et cela a ensuite été traité en utilisant 'améliorer le contraste' et 'accentuer' avant de convertir en une image binaire. Le seuil de cette conversion et les valeurs de « contraste amélioré » ont été ajustés pour chaque vidéo afin de marquer la bactérie et les cellules du câble sans créer d'artefacts supérieurs à 2 µm autour du câble. Pour permettre une analyse des cellules motiles par rapport au filament de la bactérie du câble, la position du filament de la bactérie du câble a été marquée manuellement tous les 50 cadres en mesurant le long de celle-ci avec l'outil « mesurer la ligne segmentée » de Fidji. Après cela, le plugin Fiji, Mtrack2, a été utilisé pour compter et enregistrer la position de chaque cellule du troupeau dans chaque image de chaque vidéo. Des pistes manuelles ont été créées avec le plugin Fiji MtrackJ31 d'un petit sous-ensemble de cellules. Les grandes bactéries de flocage et les cellules de type spirochète ont dû être suivies manuellement, car le changement de forme constant et le mouvement de mise au point/hors foyer rendaient le suivi automatique peu fiable. Les vidéos ont été analysées dans le but de collecter des données sur la distance de chaque cellule de flocage au filament de la bactérie du câble, sa taille et sa vitesse, et enfin, de suivre ses mouvements. Les paramètres ont été délibérément définis de manière large dans Mtrack2, car il existait de nombreuses tailles et vitesses différentes de cellules de flocage (Fig. 1, Fig. S3). Pour obtenir un nombre de cellules et une estimation de leur diversité morphologique, des comptages de cellules ont été effectués manuellement pour quelques cadres, puis l'outil « analyser les particules » de Fidji a été utilisé pour identifier des objets de la taille d'une cellule entre 0,4 et 12 µm de diamètre et une circularité de 0,1 à 0,8. Ces nombres sous-représentent probablement le nombre de cellules à proximité de la bactérie du câble, car les cellules et les pistes ont été perdues lorsqu'elles se trouvaient sur ou à proximité de la bactérie du câble en raison de l'ombre du filament et de l'artefact lumineux qu'il génère sous imagerie à contraste de phase. Les images avec des mouvements rapides du filament de la bactérie du câble17 ou des parties de la bactérie du câble floues ont été exclues de l'analyse finale.

Tous les résultats de suivi et de taille des bactéries de flocage et des bactéries de câble ont été enregistrés au format csv, puis soumis à un filtrage et à une analyse supplémentaires dans R. Un script personnalisé a été utilisé pour filtrer les pistes. Pour supprimer les artefacts où le suivi avait sauté de manière incorrecte d'une cellule à une autre, les pistes étaient interrompues lorsque les cellules changeaient soudainement leur vitesse moyenne. Les particules et les cellules bousculées par le mouvement brownien généreraient des traces dans Mtrack2, tout comme les cellules collées à la surface du verre. Pour supprimer ces pistes invalides, toute piste qui ne s'étendait pas sur plus de 50 pixels sur l'axe x ou y a été supprimée, et seules les pistes qui s'étendaient sur plus de 10 s ont été conservées pour une analyse plus approfondie. Les données sur le comportement des cellules suivies ont été générées à l'aide d'un script R personnalisé, qui a calculé la vitesse d'une cellule suivie, sa distance parcourue et sa distance à la bactérie du câble la plus proche.

Pour s'assurer que l'analyse de la morphologie cellulaire n'utilisait que des cellules de flocage attirées et nageant autour des bactéries du câble, les coordonnées de chaque piste ont été comparées aux données de taille, et toutes les mesures de taille pour cette piste ont été rapportées. La moyenne du petit et du grand axe de ces cellules a été calculée. Les pistes dont la taille différait de plus de 20 % ont été supprimées pour éviter les artefacts. Une parcelle de cellules suivies a été inspectée manuellement et tous les artefacts évidents, tels que les ombres des bactéries du câble ou les éléments flous, ont été supprimés avant une analyse plus approfondie.

Des chambres de lames de verre avec des bactéries de câble et des troupeaux bactériens ont été incubées pendant 3 jours, puis séchées à 46 ° C pendant 90 min, après quoi le couvercle en verre a été retiré. L'échantillon a été déshydraté en l'inondant doucement avec une série graduée d'éthanol (50 %, 75 %, 96 % d'éthanol, 3 min chacun). Un cercle a ensuite été tracé avec un stylo PAP (Rockland Immunochemicals Inc. Limerick, PA, USA) autour de la zone d'intérêt pour enfermer les solutions pendant le FISH. L'hybridation avec les sondes EUB338 I-III marquées au Cy3 (5′- GCWGCCWCCCGTAGGWGT-3′; commandées sur biomers.net), ciblant presque toutes les bactéries, a été réalisée à 46 ° C pendant 90 min en utilisant des protocoles standard32. Le tampon d'hybridation contenait 0,9 M de NaCl, 20 mM de Tris-HCl, 35 % de formamide et 0,01 % de SDS. L'étape de lavage a été modifiée comme suit pour éviter toute perturbation de l'échantillon : la lame a été placée sur une plaque préchauffée (50 °C), le tampon d'hybridation a été rapidement éliminé par pipetage et tamponnage de papier, la lame a ensuite été recouverte de tampon de lavage préchauffé (80 mM NaCl, 20 mM Tris-HCl, 5 mM EDTA, 0,01 % SDS), qui a de nouveau été éliminé par pipetage et tamponnage de papier ; cette procédure de lavage a été répétée deux fois. Enfin, la lame a été séchée à l'air, recouverte de 1 µg ml-1 de 4',6-diamidino-2-phenyl indole (DAPI) dans du Vectashield-Citifluor (4:1) et analysée au microscope à épifluorescence (Axiovert 200 M, Zeiss). Un seuil conservateur de 10 µm de distance au filament de la bactérie du câble a été utilisé comme limite pour marquer les membres des troupeaux bactériens afin d'éviter d'inclure des cellules qui auraient pu être déplacées sous l'effet des étapes de lavage.

La découpe au laser de bactéries de câble entourées de troupeaux de bactéries nageuses a été réalisée sur un microscope à microdissection laser (LMD 7000, Leica, Allemagne). Les troupeaux bactériens pouvaient être observés visuellement à un grossissement de 400× mais n'étaient pas facilement discernables dans le système de caméra du LMD. Par conséquent, l'imagerie a été réalisée en basculant entre le LMD et un microscope AxioObserver (Zeiss) avec contraste de phase. Cependant, étant donné que la dispersion des troupeaux après avoir coupé la bactérie du câble était un événement rapide, le temps de dispersion a été enregistré avec un chronomètre tout en regardant à travers l'oculaire. Le temps de dispersion a été défini comme le laps de temps jusqu'à ce qu'aucune bactérie mobile ne soit observée à moins de 15 µm du filament, ce qui correspond à la zone observable autour du filament de la bactérie du câble dans le LMD. Seules les bactéries du câble qui pouvaient être tracées du voile oxique-anoxique à la zone du floc sans s'emmêler dans d'autres filaments ont été utilisées. Pour l'enregistrement vidéo, la position des bactéries de flocage a été détectée sur le microscope AxioObserver et indiquée au dos de la lame avec un marqueur. La lame a ensuite été transférée au LMD, le filament a été coupé au laser et la lame a été immédiatement transférée au microscope AxioObserver. Les vidéos ont été enregistrées pendant 1 min avant et après la coupe. Le temps de transfert moyen, y compris la recherche de la position des bactéries en flocage, était inférieur à 1 min.

Un métagénome a été reconstruit à partir des lectures regroupées de cinq bibliothèques de séquences métagénomiques décrites dans Kjeldsen et al.27. Le métagénome a été regroupé à l'aide de MetaBat version 0.25.4 avec le paramètre -superspecific33. Les fichiers de couverture pour l'analyse de couverture différentielle ont été générés en cartographiant les lectures des cinq bibliothèques de séquences sur le métagénome à l'aide de BBMap version 35.82 avec un seuil d'identité de séquence minimum de 98 % et convertis au format de fichier bam à l'aide de SAMtools version 1.934,35.

Pour identifier les microbes potentiels associés aux bactéries du câble, les lectures d'une bibliothèque de séquences provenant d'une chambre à lame de verre ont été utilisées. Comme décrit dans Kjeldsen et al.27, cette bibliothèque a été obtenue avec un enrichissement des sédiments en Ca. Electronema aureum GS ajouté à une chambre de lame de verre (Fig. S1). Les bactéries du câble et les bactéries associées qui s'étaient déplacées du sédiment vers l'interface oxique-anoxique et établies dans la zone transparente ont été surgelées sur une plaque d'aluminium refroidie avec de la neige carbonique puis grattées avec une lame de rasoir stérile après avoir retiré la lamelle (Fig. S1). L'ADN a été extrait à l'aide du kit d'isolation d'ADN PowerLyser® (MoBio Inc.). Des bibliothèques pour le séquençage métagénomique de l'ADN extrait ont été préparées à l'aide du kit de préparation de bibliothèque d'ADN Nextera (Illumina) et séquencées à l'aide du kit Illumina MiSeq v3. La qualité des lectures a été vérifiée à l'aide de FastQC36 version 0.11.4 et coupée à l'aide de Trimmomatic v. 0.3337. Les lectures de cette bibliothèque de séquençage ont été mappées vers les bacs à l'aide de BBMap34. Les bacs dont plus de 70 % de leurs échafaudages étaient couverts de lectures de cette bibliothèque étaient considérés comme des bactéries du câble associées. L'exhaustivité et la contamination de ces bacs génomiques ont été évaluées à l'aide de CheckM version 1.1.3 avec le flux de travail de lignée défini sur "Bactéries"38. Des génomes complets à plus de 70 % et avec moins de 5 % de contamination ont été utilisés pour une analyse plus approfondie. Ces génomes ont été classés à l'aide de GTDB-tk version 1.5.1 et version 202 de la base de données GTDB39. L'alignement concaténé de GTDB-tk a été utilisé pour générer un arbre phylogénétique en utilisant IQ TREE version 1.6.1240 avec 100 bootstraps, et le paramètre de modèle m a été défini sur TESTNEW.

Les bacs génomiques ont été caractérisés de manière fonctionnelle par kofamscan version 1.2.0 et par blastp dans BLAST version 2.11.0+ par rapport à une base de données de séquences protéiques liées au transfert d'électrons extracellulaire, en particulier OmcS, MtrC, MtrF, OmcA, PioA et PilA (voir l'ensemble de données supplémentaire 1 pour les numéros d'accès)41,42. Les résultats de Kofamscan étaient considérés comme des correspondances lorsque la valeur e la plus basse correspondait au modèle de requête et était inférieure à 1E−6. Les modules ou catégories où moins de 10 % des protéines appariées étaient considérées comme absentes, 10 à 70 % considérées comme partiellement présentes et 70 à 100 % considérées comme entièrement présentes. Les correspondances BLAST étaient considérées comme des occurrences avec > 30 % d'identité de séquence sur 70 % de la longueur de la séquence de requête. Une seule correspondance BLAST positive pour un gène lié à l'EET (voir l'ensemble de données supplémentaire 1) a été considérée comme une correspondance complète. Les protéines dissimilatrices de sulfite réductase (DsrAB) ont été déterminées comme étant oxydatives ou réductrices sur la base du meilleur résultat BLAST contre une base de données DsrAB43. Ces méthodes combinées kofamscan et BLAST ont été utilisées pour déterminer les traits illustrés à la figure 3. La détermination de l'oxydation des sulfures était basée sur la présence / l'absence de gènes codant pour DsrAB inverse ou le système Sox. La réduction des sulfates était basée sur la présence de dsrAB43. La respiration aérobie était basée sur la présence d'au moins un ensemble de gènes codant pour une cytochrome c oxydase. La respiration nitrate/nitrite était basée sur la présence de gènes codant pour une parmi plusieurs nitrate ou nitrite réductase. L'autotrophie était indiquée par la présence d'acsAB (indiquant la voie Wood-Ljungdahl), de cbbLS (indiquant le cycle de Calvin) ou de nifJ/porCDAB/oorDABC (indiquant le cycle inverse de l'acide citrique). D'autres voies et gènes pour la chimiotaxie, l'assemblage flagellaire, la glycolyse et le métabolisme aérobie du méthane ou du formiate ont également été criblés mais non inclus dans la Fig. 3. Tous les détails des numéros d'accession criblés pour ces gènes et voies sont inclus dans l'en-tête de l'ensemble de données supplémentaire 1.

Les quantités relatives de casiers du génome ont été obtenues en cartographiant les lectures coupées par rapport à une base de données de tous les contigs regroupés à l'aide de BBMap, avec une couverture (pli moyen) pour chaque contig tirée de la sortie "covstats" du programme. Une moyenne pondérée a ensuite été calculée pour la couverture de chaque bac du génome, avec la valeur de pli moyenne pour chaque contig pondérée en fonction de la longueur du contig.

Pour obtenir un aperçu phylogénétique des micro-organismes séquencés dans le métagénome, toutes les lectures coupées ont été cartographiées par rapport à la version 138.144 de la base de données d'ARNr de la petite sous-unité SILVA. Ces lectures ont ensuite été regroupées et classées taxonomiquement par la version 1.4.6 du pipeline SILVAngs, utilisant également la version SILVA 138.144).

Acidovorax facilis DSM 649 a été cultivé dans un bouillon nutritif (Merck) à 30 °C pendant environ 1 à 2 semaines avant utilisation. Quelques gouttes de la culture d'A. facilis, pré-cultivées dans des conditions oxiques puis rincées avec du N2 pendant 10 min, ont été ajoutées aux chambres de lames de verre lors de l'assemblage au lieu de l'eau du robinet anoxique. Les lames ont été conservées dans des chambres humides à 16 ° C pendant 12 à 24 h, de sorte que les bactéries du câble aient eu le temps d'atteindre le sédiment vers le bord des lames. Les cellules d'A. facilis ont ensuite été analysées par microscopie Raman comme décrit ci-dessous.

Nitrospina gracilis a été cultivé sur un milieu minéral marin à base de sel de la Mer Rouge avec suppléments vitaminiques et 2 mM NO2− à 28 °C dans l'obscurité sans agitation45.

L'ADN a été extrait d'Acidovorax facilis DSM 649 avec le kit DNeasy PowerLyzer PowerSoil (Qiagen), une bibliothèque Illumina a été préparée avec le kit Nextera XT (Illumina) et le génome entier a été séquencé sur un Illumina MiSeq (voir Lustermans et al.46 pour plus de détails). La qualité de la séquence a été évaluée à l'aide de FastQC36 avant le découpage avec Trimmomatic37 et l'assemblage avec SPAdes47. Le génome a été soumis au NCBI et est disponible sous le numéro d'accession PRJNA849392.

L'identité moyenne des nucléotides entre le génome du DSM 649 et le génome bin GS.4 a été déterminée à l'aide du calculateur ANI en ligne (http://enve-omics.ce.gatech.edu/ani/) selon la méthodologie de Goris et al.48.

Les spectres ont été enregistrés à l'aide d'un microscope confocal LabRAM HR Evolution Raman (HORIBA) équipé d'un laser à grenat d'aluminium néodyme-yttrium de 500 mW, 532 nm, d'un laser de 1064 nm pour l'épilation optique, d'un détecteur Andor EM CCD réglé sur des émissions de 500-650 nm, d'un réseau de 300 avec une résolution spectrale de 2,8 cm−1, d'un sténopé réglé sur 300 µm et d'un détecteur 6 Objectif d'eau à grossissement 0×. L'intensité du laser a été réglée sur une puissance maximale de 25 % pour les cellules de flocage natives et sur 10 % pour les cellules A. facilis introduites, avec un temps d'acquisition de 5 à 10 s par mesure. Les cellules de flocage natives avec plus de matériau accumulé autour ont été mesurées avec des intensités laser plus élevées pour acquérir un rapport signal sur bruit plus élevé. Des cellules de deux morphologies, petits bâtonnets (0,5–1 µm) et cellules ovoïdes (0,5–1,5 µm), ont été capturées à une distance de 50 µm d'une bactérie câble avec flocage bactérien à l'aide de la pince laser. Chaque cellule capturée a été déplacée juste à côté de la bactérie du câble et mesurée, puis déplacée vers une zone sans cellules de flocage, à 50-100 µm de la bactérie du câble, et mesurée à nouveau pour détecter les différences d'intensité dans la bande de 750 cm-1 entre les deux mesures. En raison de l'encombrement autour de la bactérie du câble, les cellules étaient souvent éjectées du piège laser par d'autres cellules, et pour cette raison, un seul spectre a été capturé à l'une ou l'autre position. Toutes les mesures appariées qui étaient incomplètes ou potentiellement compromises en raison de la perte de cellules, du piégeage de cellules supplémentaires ou affectées par le mouvement des bactéries du câble ont été supprimées. Comme la lumière devait être éteinte pendant les mesures Raman, ce qui entraînait une courte période pendant laquelle la cellule piégée pouvait être expulsée du piège, les spectres appariés n'étaient conservés que s'ils étaient similaires au sein de la paire, sans décalage majeur dans la région C–H des spectres (2800–3000 cm−1). Les spectres Raman des cellules d'A. facilis ont été enregistrés pour les cellules simples, doubles ou groupées piégées au laser. Pour comparer entre les mesures, l'intensité de la bande à 750 cm-1 a été normalisée en soustrayant la médiane de la ligne de base de 735 à 740 cm-1 et de 760 à 765 cm-1.

L'effet du piégeage laser et du déplacement des cellules sur le signal Raman a été étudié en utilisant une culture pure de Nitrospina gracilis, dans des conditions oxiques et anoxiques. Pour le traitement anoxique, une aliquote de N. gracilis activement nitrifiante a été diluée au 1:5 dans du milieu frais et transférée dans des tubes de Hungate. Les tubes ont ensuite été rincés avec N2 pendant 10 min, et un sous-échantillon a été placé dans la même chambre de microscopie que celle utilisée dans les expériences précédentes. Des cellules individuelles ont été piégées avec des pincettes optiques, mesurées et déplacées de 50 à 100 µm avant de mesurer à nouveau pour générer des paires de données pour chaque cellule. Les mesures Raman ont été prises comme décrit ci-dessus avec une intensité laser de 10 % et un temps d'acquisition de 10 s. Les mesures ont été faites au centre de la chambre pour minimiser la contamination par l'oxygène. Les données appariées ont été traitées comme décrit précédemment.

Les données quantitatives du suivi des cellules, de l'hybridation et de la microscopie Raman ont été analysées dans R. Pour le suivi des cellules et les comptages d'hybridation, le test t à deux échantillons de Welch a été utilisé. Pour la microscopie Raman, un test t de Student pour les échantillons dépendants a été utilisé.

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports sur le portefeuille Nature lié à cet article.

Les données sources sont fournies dans ce document. Les données de microscopie générées dans cette étude ont été déposées dans la base de données Zenodo [https://doi.org/10.5281/zenodo.7593818]. Les données métagénomiques (lectures brutes et les 27 génomes dérivés du métagénome) ont été déposées dans la base de données NCBI sous le numéro d'accession PRJNA730231. Le génome d'Acidovorax facilis DSM 649 a été déposé dans la base de données NCBI sous le numéro d'accession PRJNA849392.

Le code R utilisé pour l'analyse des données de microscopie générées dans cette étude a été déposé dans la base de données Zenodo avec les données de microscopie, tout comme le code pour déterminer le contenu de la voie des génomes dérivés du métagénome.

Pfeffer, C. et al. Les bactéries filamenteuses transportent les électrons sur des distances centimétriques. Nature 491, 218-221 (2012).

Article ADS CAS PubMed Google Scholar

Marzocchi, U. et al. Couplage électrique entre la réduction des nitrates à distance et l'oxydation des sulfures dans les sédiments marins. ISME J. 8, 1682–1690 (2014).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Burdorf, LDW et al. Le transport d'électrons à longue distance se produit globalement dans les sédiments marins. Biogéosciences 14, 683–701 (2017).

Article ADS CAS Google Scholar

Risgaard-Petersen, N. et al. Câble bactéries dans les sédiments d'eau douce. Appl. Environ. Microbiol. 81, 6003–6011 (2015).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Muller, H. et al. Transfert d'électrons à longue distance par les bactéries câbles dans les sédiments aquifères. ISME J. 10, 2010-2019 (2016).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Nielsen, LP & Risgaard-Petersen, N. Repenser la biogéochimie des sédiments après la découverte des courants électriques. Anne. Rév. Mar. Sci. 7, 425–442 (2015).

Article PubMed Google Scholar

Risgaard-Petersen, N., Revil, A., Meister, P. & Nielsen, LP Cyclisme du soufre, du fer et du calcium associé aux courants électriques naturels traversant les sédiments marins. Géochim. Cosmochim. Acta 92, 1–13 (2012).

Article ADS CAS Google Scholar

Seitaj, D. et al. Les bactéries du câble génèrent un pare-feu contre euxinia dans les bassins hypoxiques saisonniers. Proc. Natl Acad. Sci. États-Unis 112, 13278–13283 (2015).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

van de Velde, S., Callebaut, I., Gao, Y. & Meysman, FJR Impact de l'oxydation électrogénique du soufre sur le cycle des métaux traces dans un sédiment côtier. Chim. Géol. 452, 9–23 (2017).

Annonces d'article Google Scholar

Sandfeld, T., Marzocchi, U., Petro, C., Schramm, A. & Risgaard-Petersen, N. L'oxydation électrogénique des sulfures médiée par les bactéries du câble stimule la réduction des sulfates dans les sédiments d'eau douce. ISME J. 14, 1233-1246 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Scholz, VV, Meckenstock, RU, Nielsen, LP et Risgaard-Petersen, N. Les bactéries Cable réduisent les émissions de méthane des sols végétalisés de riz. Nat. Commun. 11, 1–5 (2020).

Article Google Scholar

Vasquez-Cardenas, D. et al. Métabolisme microbien du carbone associé à l'oxydation électrogène du soufre dans les sédiments côtiers. ISME J. 9, 1966-1978 (2015).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Otte, JM et al. La distribution des bactéries actives du cycle du fer dans les sédiments marins et d'eau douce est découplée des gradients géochimiques. Environ Microbiol. 20, 2483–2499 (2018).

Article CAS PubMed Google Scholar

Meysman, FJR Les bactéries du câble prennent un nouveau souffle en utilisant l'électricité longue distance. Tendances Microbiol. 26, 411–422 (2018).

Article CAS PubMed Google Scholar

Lovley, DR Heureux ensemble : communautés microbiennes qui se connectent pour échanger des électrons. ISME J. 11, 327–336 (2017).

Article CAS PubMed Google Scholar

Thorup, C. et al. Comment cultiver vos bactéries du câble : Etablissement d'une culture monosouche stable en sédiment et proposition de Candidatus Electronema aureum GS. Syst. Appl. Microbiol. 44, 126236 (2021).

Article CAS PubMed Google Scholar

Bjerg, JT, Damgaard, LR, Holm, SA, Schramm, A. & Nielsen, LP Motilité des bactéries du câble électrique. Appl. Environ. Microbiol. 82, 3816–3821 (2016).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Bjerg, JT et al. Transport d'électrons à longue distance dans des bactéries câble vivantes individuelles. Proc. Natl Acad. Sci. États-Unis 115, 5786–5791 (2018).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhulin, IB, Lois, AF & Taylor, BL Comportement de Rhizobium meliloti dans les gradients d'oxygène. FEBS Lett. 367, 180–182 (1995).

Article CAS PubMed Google Scholar

Gabel, CV & Berg, HC La vitesse du moteur rotatif flagellaire d'Escherichia coli varie linéairement avec la force protonmotrice. Proc. Natl Acad. Sci. États-Unis 100, 8748–8751 (2003).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Fung, DC & Howard, B. Alimentation du moteur flagellaire d'Escherichia coli avec une source de tension externe. Nature 375, 809–812 (1995).

Article ADS CAS PubMed Google Scholar

Blazewicz, SJ, Barnard, RL, Daly, RA & Firestone, MK Évaluation de l'ARNr comme indicateur de l'activité microbienne dans les communautés environnementales : limites et utilisations. ISME J. 7, 2061-2068 (2013).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Rotaru, AE, Yee, MO et Musat, F. Microbes commercialisant de l'électricité dans des consortiums d'importance environnementale et biotechnologique. Courant. Avis. Biotechnol. 67, 119–129 (2021).

Article CAS PubMed Google Scholar

Harris, HW et al. L'électrokinésie est un comportement microbien qui nécessite un transport d'électrons extracellulaire. Proc. Natl Acad. Sci. États-Unis 107, 326–331 (2010).

Article ADS CAS PubMed Google Scholar

Kappler, A., Benz, M., Schink, B. & Brune, A. Navette électronique via des acides humiques dans la réduction microbienne du fer (III) dans un sédiment d'eau douce. Microbiol FEMS. Écol. 47, 85–92 (2004).

Article CAS PubMed Google Scholar

Monteverde, DR et al. Distribution des flavines extracellulaires dans un bassin marin côtier et leur relation avec les gradients redox et les membres de la communauté microbienne. Environ. Sci. Technol. 52, 12265–12274 (2018).

Article ADS CAS PubMed Google Scholar

Kjeldsen, KU et al. Sur l'évolution et la physiologie des bactéries du câble. Proc. Natl Acad. Sci. États-Unis 116, 19116–19125 (2019).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Meysman, FJR et al. Un réseau de fibres hautement conductrices permet le transport d'électrons à l'échelle centimétrique dans les bactéries multicellulaires du câble. Nat. Commun. 10, 1–8 (2019).

Article CAS Google Scholar

Nielsen, LP, Risgaard-Petersen, N., Fossing, H., Christensen, PB et Sayama, M. Les courants électriques couplent des processus biogéochimiques spatialement séparés dans les sédiments marins. Nature 463, 1071-1074 (2010).

Article ADS CAS PubMed Google Scholar

Schindelin, J. et al. Fidji : une plate-forme open source pour l'analyse d'images biologiques. Nat. Méthodes 9, 676–682 (2012).

Article CAS PubMed Google Scholar

Meijering, E., Dzyubachyk, O. & Smal, I. Méthodes de suivi des cellules et des particules. Méthodes Enzymol. 504, 183-200 (2012).

Article PubMed Google Scholar

Daims, H., Brühl, A., Amann, R., Schleifer, KH et Wagner, M. La sonde spécifique au domaine EUB338 est insuffisante pour la détection de toutes les bactéries : développement et évaluation d'un ensemble de sondes plus complet. Syst. Appl. Microbiol. 22, 434–444 (1999).

Article CAS PubMed Google Scholar

Kang, DD, Froula, J., Egan, R. & Wang, Z. MetaBAT, un outil efficace pour reconstruire avec précision des génomes uniques à partir de communautés microbiennes complexes. PeerJ 2015, 1–15 (2015).

Google Scholar

Bushnell B. BBMap aligneur à lecture courte et autres outils bioinformatiques. sourceforge.net/projects/bbmap/ (2019).

Li, H. et al. Le format Sequence Alignment/Map et SAMtools. Bioinformatique 25, 2078-2079 (2009).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Andrews, S. FastQC : un outil de contrôle de la qualité pour les données de séquence à haut débit. https://www.bioinformatics.babraham.ac.uk/projects/fastqc/ (2010).

Bolger, AM, Lohse, M. & Usadel, B. Trimmomatic : un trimmer flexible pour les données de séquence Illumina. Bioinformatique 30, 2114–2120 (2014).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Parks, DH, Imelfort, M., Skennerton, CT, Hugenholtz, P. & Tyson, GW CheckM : évaluation de la qualité des génomes microbiens récupérés à partir d'isolats, de cellules individuelles et de métagénomes. Génome Res. 25, 1043-1055 (2015).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Chaumeil, PA, Mussig, AJ, Hugenholtz, P. & Parks, DH GTDB-Tk : une boîte à outils pour classer les génomes avec la base de données de taxonomie des génomes. Bioinformatique 36, 1925-1927 (2020).

CAS Google Scholar

Nguyen, LT, Schmidt, HA, Von Haeseler, A. & Minh, BQ IQ-TREE : un algorithme stochastique rapide et efficace pour estimer les phylogénies à vraisemblance maximale. Mol. Biol. Évol. 32, 268-274 (2015).

Article CAS PubMed Google Scholar

Aramaki, T. et al. KofamKOALA : affectation ortholog KEGG basée sur le profil HMM et le seuil de score adaptatif. Bioinformatique 36, 2251–2252 (2020).

Article CAS PubMed Google Scholar

Camacho, C. et al. BLAST+ : architecture et applications. BMC Bioinf. 10, 1–9 (2009).

Article Google Scholar

Müller, AL, Kjeldsen, KU, Rattei, T., Pester, M. & Loy, A. Diversité phylogénétique et environnementale des (bi) sulfites réductases dissimilatoires de type DsrAB. ISME J. 9, 1152–1165 (2015).

Article PubMed Google Scholar

Quast, C. et al. Le projet de base de données de gènes d'ARN ribosomal SILVA : amélioration du traitement des données et des outils Web. Nucleic Acids Res. 41, 590-596 (2013).

Article Google Scholar

Mueller, AJ et al. Analyse génomique et cinétique de nouveaux Nitrospinae enrichis par tri cellulaire. ISME J. 15, 732–745 (2021).

Article CAS PubMed Google Scholar

Lustermans, JJM, Bjerg, JJ, Schramm, A. & Marshall, IPG Phyllobacterium calauticae sp. nov. isolée d'un voile microaérophile traversé par des bactéries câble dans les sédiments d'eau douce. Antonie van Leeuwenhoek 114, 1877–1887 (2021).

Article CAS PubMed Google Scholar

Bankevitch, A. et al. SPAdes : un nouvel algorithme d'assemblage du génome et ses applications au séquençage unicellulaire. J. Comput. Biol. 19, 455–477 (2012).

Article MathSciNet CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Goris, J. et al. Valeurs d'hybridation ADN-ADN et leur relation avec les similitudes de séquence du génome entier. Int. J. Syst. Évol. Microbiol. 57, 81–91 (2007).

Article CAS PubMed Google Scholar

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Lars B. Pedersen pour la construction soignée des microcapteurs ; Britta Poulsen, Susanne Nielsen, Anne Stentebjerg et Lykke Poulsen pour leur excellente assistance technique dans les laboratoires moléculaires. Cette recherche a été financée par la Fondation nationale danoise pour la recherche (Centre d'excellence DNRF104 et DNRF136), la Fondation Carlsberg (CF19-0666 et CF21-0409 à JJB) et le Conseil européen de la recherche (ERC Advanced Grant 291650 à LPN). MW a été soutenu par le prix Wittgenstein du Fonds scientifique autrichien FWF (Z-383B).

Centre d'électromicrobiologie (CEM), Section de microbiologie, Département de biologie, Université d'Aarhus, Aarhus C, Danemark

Jesper J. Bjerg, Jamie JM Lustermans, Ian PG Marshall, Signe Brokjær, Casper A. Thorup, Lars Peter Nielsen et Andreas Schramm

Microbial Systems Technology Excellence Centre, Université d'Anvers, Wilrijk, Belgique

Jesper J.Bjerg

Centre de microbiologie et de science des systèmes environnementaux, Division de l'écologie microbienne (DOME), Université de Vienne, Vienne, Autriche

Anna J.Mueller, Markus Schmid et Michael Wagner

École doctorale en microbiologie et sciences de l'environnement, Université de Vienne, Vienne, Autriche

Anna J. Mueller

Centre de recherche en bioinformatique (BiRC), Université d'Aarhus, Aarhus C, Danemark

Paula Tataru

Centre pour les communautés microbiennes, Département de chimie et biosciences, Université d'Aalborg, Aalborg, Danemark

Michel Wagner

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JJB a découvert les phénomènes de flocage ; JJB, LPN, MW et AS ont conçu les expériences ; JJB a effectué des observations de flocage et des expériences de coupe; SB et AS ont exécuté FISH ; JJML, MS, AJM et JJB ont effectué une microscopie Raman ; IPGM et CAT ont effectué une analyse de séquence ; JJB, LPN et PT ont effectué une analyse d'images et une analyse de données ; JJB, LPN et AS ont rédigé l'article avec la contribution de tous les auteurs.

Correspondance à Jesper J. Bjerg ou Andreas Schramm.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Nature Communications remercie Annette Rowe, Diana Vasquez-Cardenas, Navish Wadhwa et Rui Zhao pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail.

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Bjerg, JJ, Lustermans, JJM, Marshall, IPG et al. Les bactéries de câble avec connexion électrique à l'oxygène attirent des troupeaux de bactéries diverses. Nat Commun 14, 1614 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-37272-8

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Reçu : 07 avril 2022

Accepté : 08 mars 2023

Publié: 23 mars 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41467-023-37272-8

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